Влияние состава питательной среды на сохранение жизнеспособности и генетической стабильности эксплантов хризантемы садовой при депонировании in vitro

Для сохранения in vitro ценных сортов хризантемы садовой перспективно культивирование растений при низких положительных температурах. Целью данного исследования было изучение влияния концентраций хлорхолинхлорида в специализированной среде на жизнеспособность, физиологические и морфо-анатомические показатели растений хризантемы сортов Excel, Sheer Purple, William Seward, а также их генетическую стабильность после 12 месяцев депонирования в условиях генобанка in vitro. Верхушки микропобегов in vitro без листьев помещали на среду 1/4 Мурасиге – Скуга + 60,0 г/л сахарозы и 0,2–0,8 г/л хлорхолинхлорида. Экспланты сохраняли в холодильных камерах при температуре 4 °С. После 12 месяцев сохранения наблюдали снижение кинетики роста по мере увеличения концентрации хлорхолинхлорида в среде. Жизнеспособность эксплантов снижалась c 96 до 91% с ростом концентрации хлорхолинхлорида. Эффективный фотохимический квантовый выход фотосистемы II снизился более чем в два раза при депонировании по сравнению с контролем. Был выявлен ряд гистологических особенностей листьев депонируемых в генобанке in vitro эксплантов: у листовых пластинок уменьшались толщина листа и плотность мезофилла, деградировала палисадная ткань, отмечена высокая степень регуляции транспирации. С помощью SSR- и ISSR-анализа показано, что микропобеги исследуемых сортов хризантемы после депонирования in vitro идентичны исходным растениям. Проведенные исследования показали, что наличие в среде 0,6–0,8 г/л хлорхолинхлорида снижает кинетику роста эксплантов при сохранении высокой жизнеспособности и генетической стабильности.

1. Sarasan V., Cripps R., Ramsay M., Atherton C., McMichen M., Prendergast G., et al. Conservation in vitro of threatened plants – progress in the past decade // In Vitro Cellular & Developmental Biology – Plant. 2006. Vol. 42, no 3. P. 206–214. DOI: 10.1079/IVP2006769.

2. Paunesca A. Biotechnology for endangered plant conservation: a critical overview // Romanian Biotechnological Letters. 2009. Vol. 14, no. 1. P. 4095–4103.

3. Engelmann F. Use of biotechnologies for the con-servation of plant biodiversity // In Vitro Cellular & Development Biology – Plant. 2011. Vol. 47, no. 1. P. 5–16. DOI: 10.1007/s11627-010-9327-2.

4. Watt M.P., Thokoane N.L., Mycock D., Blakeway F. In vitro storage of Eucalyptus grandis germplasm under minimal growth conditions // Plant Cell, Tissue and Organ Culture. 2000. Vol. 61. Р. 161–164. DOI: 10.1023/A:1006447506869.

5. Молканова О.И., Коновалова Т.Ю. Ширнина И.В., Крах-малева И.Л., Ахметова Л.Р., Королева О.В. [и др.]. Методологические основы сохранения растений в генетическом банке in vitro // Плодоводство и ягодоводство России. 2019. Т. 58. С. 253–258. DOI: 10.31676/2073-49482019-58-253-258. EDN: AUUSLC.

6. Ivanova N.N., Tsiupka V.A., Mitrofanova O.V., Mitrofanova I.V. Rare and endemic plant species of Mountain Crimea flora: a morphogenic response to conservation in the gene bank in vitro // Turczaninowia. 2022. Т. 25. N 1. С. 24–30. DOI: 10.14258/turczaninowia.25.1.3. EDN: EEPQZI.

7. Panis B., Nagel M., Van den Houwe I. Challenges and prospects for the conservation of crop genetic resources in field genebanks, in in vitro collections and/or in liquid nitrogen // Plants. 2020. Vol. 9, no. 12. P. 1634. DOI: 10.3390/plants9121634.

8. Benson E., Harding K., Debouck D., Dumet D., Escobar R., Mafla G., et. al. Refinement and standardization of storage procedures for clonal crops. Global Public Goods Phase 2. Part 1. Project landscape and general status of clonal crop in vitro conservation technologies. Rome: System-Wide Genetic Resources Programme, 2011. 86 p.

9. Bell R.L., Reed B.M. In vitro tissue culture of pear: advances in techniques for micropropagation and germplasm preservation // Acta Horticulturae. 2002. Vol. 596. P. 412–418. DOI: 10.17660/ActaHortic.2002.596.66.

10. Lambardi M., De Carlo A. Application of tissue culture to the germplasm conservation of temperate broad-leaf trees // Micropropagation of woody trees and fruits / eds S.M. Jain, K. Ishii. Dordrecht: Springer, 2003. P. 815–840.

11. Основы создания генобанка in vitro видов, сортов и форм декоративных, ароматических и плодовых культур: кол. монография / под общ. ред. И.В. Митрофановой. Симферополь: ИТ «Ариал», 2018. 260 с. EDN: YQBBFZ.

12. Тевфик А.Ш., Митрофанова И.В. Особенности получения и сохранения Canna × hybrida hort ex Backer в условиях in vitro // Известия вузов. Прикладная химия и биотехнология. 2017. Т. 7. N 3. С. 99–109. DOI: 10.21285/2227-2925-2017-7-3-99-109. EDN: ZQJUJP.

13. Егорова Н.А., Загорская М.С., Абдурашитов С.Ф. Особенности длительного сохранения мяты сортов Ажурная и Бергамотная в коллекции in vitro // Известия вузов. Прикладная химия и биотехнология. 2022. Т. 12. N 1. С. 64–75. DOI: 10.21285/2227-2925-2022-12-164-75. EDN: UDQENT.

14. Дорошенко Н.П., Куприкова А.С., Пузырнова В.Г. Влияние сахарозы на замедление роста и сохранение растений винограда в коллекции in vitro // Плодоводство и виноградарство Юга России. 2017. N 46. C. 33–48. Режим доступа: https://journal.kubansad.ru/pdf/17/04/04.pdf (дата обращения: 19.06.2023). EDN: YZJXNP.

15. Engelmann F, Engles J.M.M. Technology and strat-egies for ex situ conservation // Managing Plant Genetic Diversity: proceedings of an International conference (Kuala Lumpur, 12–16 June 2000). DOI: 10.1079/9780851995229.0089.

16. Harding K. The methylation status of DNA derived from potato plants recovered from slow growth // Plant Cell Tissue and Organ Culture. 1994. Vol. 37. P. 31–38. DOI: 10.1007/BF00048114.

17. Kumar A. Somaclonal variation // Potato genetics / eds J.E. Bradshaw, G.R. Mackay. Wallingford: CAB International, 1994. P. 197–212.

18. Sonibare M.A., Adeniran A.A. Comparative micro-morphological study of wild and micropropagated Dioscorea bulbifera Linn. // Asian Pacific Journal of Tropical Biomedicine. 2014. Vol. 4, no. 3. P. 176–183. DOI: 10.1016/S2221-1691(14)60228-8.

19. Manokari M., Priyadharshini S., Shekhawat M.S. Microstructural and histochemical variations during in vitro to in vivo plant developments in Aloe vera (L.) Burm.f (Xanthorrhoeaceae) // Industrial Crops Products. 2021. Vol. 160. P. 113162. DOI: 10.1016/j.indcrop.2020.113162.

20. Manokari M., Priyadharshini S., Shekhawat M.S. Micro-structural stability of micropropagated plants of Vitex negundo L. // Microscopy and Microanalysis. 2021. Vol. 27, no. 3. P. 626–634. DOI: 10.1017/s1431927621000283.

21. Okello D., Yang S., Komakech R., Rahmat E., Chung Y., Gang R., et al. An in vitro propagation of Aspilia africana (Pers.) C. D. Adams, and evaluation of its anatomy and physiology of acclimatized plants // Frontiers in Plant Science. 2021. Vol. 12. P. 704896. DOI: 10.3389/fpls.2021.704896.

22. Mani M., Mathiyazhagan C., Dey A., Faisal M., Alatar A.A., Alok A., et al. Micro-morpho-anatomical transitions at various stages of in vitro development of Crinum malabaricum Lekhak and Yadav: a critically endangered medicinal plant // Plant Biology. 2023. Vol. 25, no. 1. P. 142–151. DOI: 10.1111/plb.13464.

23. Komakech R., Kim Y.-G., Kim W.J., Omujal F., Yang S., Moon B.C., et al. A micropropagation protocol for the endangered medicinal tree Prunus africana (Hook f.) Kalkman: genetic fidelity and physiological parameter assessment // Frontiers in Plant Science. 2020. Vol. 11. P. 548003. DOI: 10.3389/fpls.2020.548003.

24. Brailko V.A., Mitrofanova O.V., Smykova N.V., Mitro-fanova I.V. Some morphological and physiological features of chrysanthemum under in vitro culture // Acta Horticulturae. 2018. Vol. 1201. P. 607–612. DOI: 10.17660/ActaHortic.2018.1201.81.

25. Moustaka J., Ouzounidou G., Sperdouli I., Moustakas M. Photosystem II is more sensitive than Photosystem I to Al3+ induced phytotoxicity // Materials. 2018. Vol. 11, no 9. P. 1772. DOI: 10.3390/ma11091772.

26. Shekhawat M.S., Manokari M. Micromorpho-logical and anatomical evaluation of in vitro and field transferred plants of Coccinia indica // Agricultural Research. 2018. Vol. 7. P. 135–144. DOI: 10.1007/s40003-018-0326-6.

27. Murashige T., Skoog F. А revised medium for rapid growth and bio assays with tobacco tissue cultures // Physiologia Plantarum. 1962. Vol. 15, no. 3. P. 473–497. DOI: 10.1111/j.1399-3054.1962.tb08052.x.

28. Митрофанова И.В., Митрофанова О.В., Лесни-кова-Седошенко Н.П., Смыкова Н.В. Оздоровление и размножение in vitro перспективных сортов и гибридных форм хризантемы садовой селекции Никитского ботанического сада // Бюллетень Государственного Никитского ботанического сада. 2021. N 138. С. 92–100. DOI: 10.36305/0513-1634-2021-138-92-100. EDN: IXTUSZ.

29. Stirbet A., Govindjee. On the relation between the Kautsky effect (chlorophyll a fluorescence induction) and Photosystem II: basics and applications of the OJIP fluorescence transient // Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology. 2011. Vol. 104, no. 1-2. P. 236–257. DOI: 10.1016/j.jphotobiol.2010.12.010.

30. Porebski S., Bailey L.G., Baum B.R. Modification of a CTAB DNA extraction protocol for plants containing high polysaccharide and polyphenol components // Plant Molecular Biology Reporter. 1997. Vol. 15. P. 8–15. DOI: 10.1007/BF02772108.

31. Zhang Y., Wang C., Ma H.., Dai S. Assessing the genetic diversity of chrysanthemum cultivars with microsatellites // Journal of the American Society for Horticultural Science. 2013. Vol. 138, no. 6. P. 479–486. DOI: 10.21273/JASHS.138.6.479.

32. Khaing A.A., Moe K.T., Hong W.J., Park C.S., Yeon K.H., Park H.S., et al. Phylogenetic relationships of chrysanthemums in Korea based on novel SSR markers // Genetics and Molecular Research. 2013. Vol. 12, no. 4. P. 5335–5347. DOI: 10.4238/2013.November.7.8.

33. Rocha J.A., Vasconcelos S., da Silva F.M.M., Melo A.J., Silva M.F.S., de Miranda J.A.L., et al. ISSR primer selection for genetic variability analyses with jaborandi (Pilocarpus microphyllus Stapf ex Wardlew., Rutaceae) // Forest Research. 2014. Vol. 3, no. 3. P. 1000126. DOI: 10.4172/2168-9776.1000126.

34. Митрофанова И.В., Иванова Н.Н., Митрофанова О.В., Лесникова-Седошенко Н.П. Особенности депонирования хризантемы садовой в условиях in vitro // Бюллетень Государственного Никитского ботанического сада. 2019. N 131. С. 110–117. DOI: 10.25684/NBG. boolt.131.2019.15. EDN: JZOSSS.

35. Perks M.P., Monaghan S., O’Reilly C., Osborne B.A., Mitchell D.T. Chlorophyll fluorescence characteristics, performance and survival of freshly lifted and cold stored Douglas fir seedlings // Annals of Forest Science. 2001. Vol. 58, no. 3. P. 225–235. DOI: 10.1051/forest:2001122.

36. Lichtenthaler H.K., Babani K. Light Adaptation and Senescence of the Photosynthetic Apparatus. Changes in Pigment Composition, Chlorophyll Fluorescence Parameters and Photosynthetic Activity // Chlorophyll a fluorescence. Advances in photosynthesis and respiration / eds G.C. Papageorgiou, Govindjee. Dordrecht: Springer, 2004. Vol 19. P. 713–736.

37. Meneghetti S., Calò A., Bavaresco L. A strategy to investigate the intravarietal genetic variability in Vitis vinifera L. for clones and biotypes identification and to correlate molecular profiles with morphological traits or geographic origins // Molecular Biotechnology. 2012. Vol. 52. P. 68–81. DOI: 10.1007/s12033-011-9475-6.