Влияние состава питательной среды и физиологического состояния экспланта на процессы формирования и развития каллусов у озимой и яровой пшеницы Triticum aestivum L.

Каллусные культуры давно используются во многих работах для изучения физиологических процессов и влияния факторов окружающей среды на растительный организм. Большое значение, в том числе и для сельского хозяйства, имеют каллусные культуры злаков, в частности пшеницы Triticum aestivum L. Тем не менее индукция каллуса и его эффективный рост осложняются генетическими и физиологическими особенностями конкретного вида или сорта. В связи с этим целью проведенного исследования было изучение особенностей роста каллусных культур озимой и яровой пшеницы на разных питательных средах, а также выявление оптимальной среды для индукции каллусогенеза и эффективного роста каллусов. В качестве эксплантов использовали зародыши набухших и сухих семян. Зародыш изолировали от семени и инкубировали на среду Мурасиге – Скуга, среду Гамборга и среду Чу, модифицированную микросолями среды Блейдса, в асептических условиях. В качестве регулятора роста использовали 2,4-дихлорфеноксиуксусную кислоту в концентрации 2,5 мг/л. Зародыши культивировали в течение 3 недель в темноте при температуре 26 °С. Для оценки эффективности питательных сред регистрировали частоту каллусогенеза и прирост биомассы каллуса. Активная индукция каллусогенеза наблюдалась на всех используемых средах в культуре сухих зародышей озимой и яровой пшеницы. В случае использования набухших зародышей максимальная частота каллусообразования у озимой пшеницы наблюдалась на среде Мурасиге – Скуга, у яровой – на среде Гамборга. Учитывая скорость роста каллусов, наиболее подходящими для культивирования эксплантов озимой пшеницы были среды Мурасиге – Скуга и Чу, а для культивирования эксплантов яровой пшеницы – среда Гамборга.

1. Ikeuchi M., Sugimoto K., Iwase A., Plant callus: mechanisms of induction and repression // The Plant Cell. 2013. Vol. 25, no. 9. P. 3159–3173. DOI: 10.1105/tpc.113.116053.

2. Efferth T. Biotechnology applications of plant callus cultures // Engineering. 2019. Vol. 5, no. 1. P. 50–59. DOI: 10.1016/j.eng.2018.11.006.

3. Круглова Н.Н., Сельдимирова О.А., Зинатуллина А.Е. Каллус in vitro как модельная система для изучения органогенеза растений // Известия Уфимского научного центра Российской академии наук. 2019. N 2. C. 44–54. DOI: 10.31040/2222-8349-2019-0-2-44-54. EDN: QYQONZ.

4. Зинатуллина А.Е. Модельная система «зародыш – зародышевый каллус» в экспресс-оценке стрессовых и антистрессовых воздействий (на примере злаков) // Экобиотех. 2020. Т. 3. N 1. C. 38–50. DOI: 10.31163/2618-964X-2020-3-1-38-50. EDN: DBPBWZ.

5. Rebrov A. Improvement of the copy-book of nutrient medium for input of meristems of grapes in the culture of in vitro // E3S Web of Conferences. 2020. Vol. 210. P. 05015. DOI: 10.1051/e3sconf/202021005015.

6. Иванова Н.Н., Цюпка В.А., Корзина Н.В. Влияние состава питательной среды на сохранение жизнеспособности и генетической стабильности эксплантов хризантемы садовой при депонировании in vitro // Известия вузов. Прикладная химия и биотехнология. 2023. Т. 13. N 4. С. 483–493. DOI: 10.21285/2227-2925-2023-13-4-483-493. EDN: RSMMRT.

7. Семенова Д.А., Молканова О.И., Ахметова Л.Р., Митрофанова И.В. Влияние состава питательной среды на регенерацию in vitro некоторых сортов Clematis L. // Вестник КрасГАУ. 2023. N 4. C. 66–73. DOI: 10.36718/1819-4036-2023-4-66-73. EDN: NVJKFC.

8. Sagharyan M., Ganjeali A., Cheniany M., Mousavi Kouhi S.M. Optimization of callus induction with enhancing production of phenolic compounds production and antioxidants activity in callus cultures of Nepeta binaloudensis Jamzad (Lamiaceae) // Iranian Journal of Biotechnology. 2020. Vol. 18, no. 4. P. 47–55. DOI: 10.30498/IJB.2020.2621.

9. Тихомирова Л.И., Базарнова Н.Г., Бондарев А.А., Пономарёва Я.В., Миронова С.О. Выбор оптимальных условий накопления и извлечения фенольных соединений из биотехнологического сырья представителей Iris L. // Химия растительного сырья. 2020. N 2. C. 249–260. DOI: 10.14258/jcprm.2020026333. EDN: JMGELH.

10. Есичев А.О., Бессчетнова Н.Н., Бессчетнов В.П. Видоспецифичность пигментного состава хвои представителей рода лиственница // Хвойные бореальной зоны. 2021. Т. 39. N 4. С. 313–321. EDN: OOCCHU.

11. Бессчетнов В.П., Бессчетнова Н.Н., Бессчетнов П.В. Наследственная обусловленность видоспецифичности тополей по содержанию крахмала в тканях побегов // Лесной вестник. 2021. Т. 25. N 1. C. 22–31. DOI: 10.18698/2542-1468-2021-1-22-31. EDN: YPBBZN.

12. Новиков О.О., Романова М.С., Леонова Н.И., Хаксар Е.В. Чудинова Ю.В. Изучение влияния различного состава питательных сред на растения картофеля сортов Памяти Рогачева и Кетский в культуре in vitro // Инновации и продовольственная безопасность. 2018. N. 4. C. 39–45. DOI: 10.31677/2311-0651-2018-0-4-39-45. EDN: YQHEGT.

13. Abdelsalam N.R., Grad W.E., Ghura N.S.A., Khalid A.E., Ghareeb R.Y., Desoky E.-S.M., et al. Callus induction and regeneration in sugarcane under drought stress // Saudi Journal of Biological Sciences. 2021. Vol. 28, no. 12. P. 7432–7442. DOI: 10.1016/j.sjbs.2021.08.047.

14. Mamdouh D., Smetanska I. Optimization of callus and cell suspension cultures of Lycium schweinfurthii for improved production of phenolics, flavonoids, and antioxidant activity // Horticulturae. 2022. Vol. 8, no. 5. P. 394. DOI: 10.3390/horticulturae8050394.

15. Ghosh A., Ugamberdiev A.U., Debnath S.C. Tissue culture-induced DNA methylation in crop plants: a review // Molecular Biology Reports. 2021. Vol. 48. P. 823–841. DOI: 10.1007/s11033-020-06062-6.

16. Kaeppler S.M., Phillips R.L. Tissue culture-induced DNA methylation variation in maize // Proceedings of the National Academy of Sciences. 1993. Vol. 90, no. 19. P. 8773–8776. DOI: 10.1073/pnas.90.19.8773.

17. Mohammed A.H., Baldwin B.S. Investigation of media for wheat (Triticum aestivum L.) immature embryo culture // Journal of Crop Science and Biotechnology. 2024. Vol. 27. P. 331–337. DOI: 10.1007/s12892-023-00233-0.

18. Tamimi S.M., Othman H. Callus induction and regeneration from germinating mature embryos of wheat (Triticum aestivum L.) // Sains Malaysiana. 2021. Vol. 50, no. 4. P. 889–896. DOI: 10.17576/jsm-2021-5004-01.

19. Miroshnichenko D.N., Filipov M.V., Dolgov S.V. Medium optimization for efficient somatic embryogenesis and in vitro plant regeneration of spring common wheat varieties // Russian Agricultural Sciences. 2013. Vol. 39. P. 24–28. DOI: 10.3103/S1068367413010175.

20. Blaydes D.F. Interaction of kinetin and various inhibitors in the growth of soybean tissue // Physiologia Plantarum. 1966. Vol. 19, no. 3. P. 748–753. DOI: 10.1111/j.1399-3054.1966.tb07060.x.

21. Patial M., Chaudhary H.K., Sharma N., Sundaresha S., Kapoor R., Pal D., et al. Effect of different in vitro and in vivo variables on the efficiency of doubled haploid production in Triticum aestivum L. using Imperata cylindrica-mediated chromosome elimination technique // Cereal Research Communications. 2021. Vol. 49. P. 133–140. DOI:10.1007/s42976-020-00069-2.

22. Uranbey S., Akdoğan G., Ahmed H.A.A., Çalişkan M. The effects of different basal medium, combinations of auxin and cytokinin, solidification types and pre-cold treatments on embryonic callus and shoot development in bread wheat (Triticum aestivum L.) cultivars // Mustafa Kemal University Journal of Agricultural Sciences. 2020. Vol. 25, no. 2. P. 127–137. DOI: 10.37908/mkutbd.686209.

23. Фоменко Н.Г., Жолобова О.О. Индукция каллусогенеза и непрямого морфогенеза гибрида Populus deltoides Marshall × Populus alba L. в условиях in vitro // Научно-агрономический журнал. 2024. N 2. C. 76–81. DOI: 10.34736/FNC.2024.125.2.011.76-81. EDN: VWPZNU.

24. Klimek-Chodacka M., Kadluczka D., Lukasiewicz A., Malec-Pala A., Baranski R., Grzebelus E. Effective callus induction and plant regeneration in callus and protoplast cultures of Nigella damascena L. // Plant Cell, Tissue and Organ Culture. 2020. Vol. 143. P. 693–707. DOI: 10.1007/s11240-020-01953-9.

25. Адонина И.Г., Зорина М.В., Мехдиева С.П., Леонова И.Н., Комышев Е.Г., Тимонова Е.М. [и др.]. Характеристика синтетической линии пшеницы – потенциального источника хозяйственно ценных признаков // Письма в Вавиловский журнал генетики и селекции. 2023. Т. 9. N 3. C. 117–125. DOI: 10.18699/LettersVJ-2023-9-15. EDN: KIZMRF.

26. Гумерова Г.Р., Галимова А.А., Кулуев Б.Р. Каллусообразование и органогенез мягкой пшеницы с использованием зрелых зародышей в качестве эксплантов // Труды по прикладной ботанике, генетике и селекции. 2023. Т. 184. N 2. C. 19–28. DOI: 10.30901/2227-8834-2023-2-19-28. EDN: MDONSA.

27. Трушина Н.А., Печёрина А.А., Воденеев В.А., Брилкина А.А. Анализ регенерационного потенциала нескольких сортов мягкой яровой пшеницы Triticum aestivum L. в культуре in vitro // Биомика. 2023. Т. 15. N 4. C. 263–271. DOI: 10.31301/2221-6197.bmcs.2023-23. EDN: QFOTRE.

28. Fatine M., Houda E.Y., Younes E.G., Atmane R. Efficient callogenesis and plant regeneration in bread wheat (Triticum aestivum L.) varieties // Acta fytotechnica et zootechnica. 2023. Vol. 26, no. 3. P. 273–284. DOI: 10.15414/afz.2023.26.03.273-284.

29. Türkoğlu A., Haliloğlu K., Demirel F., Aydin M., Çiçek S., Yiğider E., et al. Machine learning analysis of the impact of silver nitrate and silver nanoparticles on wheat (Triticum aestivum L.): callus induction, plant regeneration, and DNA methylation // Plants. 2023. Vol. 12, no. 24. P. 4151. DOI: 10.3390/plants12244151.

30. Sarıgül K., Haliloğlu K., Türkoğlu A., Nadaroğlu H., Alaylı A. Ce2O3 nanoparticle synthesis, characterization, and application to callus formation and plant regeneration from mature embryo culture of wheat (Triticum aestivum L.) // Plant Cell, Tissue and Organ Culture. 2024. Vol. 158. P. 49. DOI: 10.1007/s11240-024-02842-1.

31. Муратова С.А., Хорошкова Ю.В. Индукция каллуса in vitro и регенерация адвентивных побегов из листовых эксплантов гейхеры гибридной // Тимирязевский биологический журнал. 2023. N 2. C. 28–36. DOI: 10.26897/2949-4710-2023-2-28-36. EDN: KMCNDK.

32. Zulueta-Rodríguez R., Hernandez-Montiel L.G., Murillo-Amador B., Rueda-Puente E.O., Capistrán L.L., Troyo-Diguez E., et al. Effect of hydropriming and biopriming on seed germination and growth of two Mexican fir tree species in danger of extinction // Forests. 2015. Vol. 6, no. 9. P. 3109–3122. DOI: 10.3390/f6093109.

33. Bareke T. Biology of seed development and germination physiology // Advances in Plants & Agricultural Research. 2018. Vol. 8, no. 4. P. 336–346. DOI: 10.15406/apar.2018.08.00335.

34. Marthandan V., Geetha R., Kumutha K., Renganathan V.G., Karthikeyan A., Ramalingam J. Seed priming: a feasible strategy to enhance drought tolerance in crop plants // International Journal of Molecular Sciences. 2020. Vol. 21, no. 21. P. 8258. DOI: 10.3390/ijms21218258.

35. Afzal I., Rauf S., Basra S.M.A., Murtaza G. Halopriming improves vigor, metabolism of reserves and ionic contents in wheat seedlings under salt stress // Plant, Soil and Environment. 2008. Vol. 54, no. 9. P. 382–388. DOI: 10.17221/408-PSE.

36. Jafar M.Z., Farooq M., Cheema M.A., Afzal I., Basra S.M.A., Wahid M.A., et al. Improving the performance of wheat by seed priming under saline conditions // Journal of Agronomy and Crop Sciences. 2012. Vol. 198, no. 1. P. 38–45. DOI: 10.1111/j.1439-037X.2011.00485.x.