Сравнительная оценка двух способов расчета динамики изменений содержания главных жирных кислот в каллусах пшеницы (Triticum aestivum L.) при действии низкоинтенсивного лазерного излучения

Целью представляемой работы являлся сравнительный анализ изменений абсолютного содержания главных жирных кислот (ЖК) суммарных липидов каллусов пшеницы (Triticum aestivum L.) при действии низкоинтенсивного лазерного излучения (НИЛ), а также оценка влияния способа расчета количества ЖК на конечную картину динамики изменений этого показателя. Методом газовой хромато-масс-спектрометрии определено содержание главных ЖК в каллусной ткани и его изменения при облучении НИЛ. Проведен сравнительный анализ результатов расчета абсолютного (мкг/г сухого веса) и относительного (в % вес. от суммы площадей хроматографических пиков) содержания целевых компонентов: пальмитиновой, стеариновой, линолевой и линоленовой кислот. Установлено, что характер динамики изменения содержания этих соединений при облучении, оцененный двумя способами, не имеет качественных различий между вариантами расчета. Направленность изменений в содержании главных жирных кислот суммарных липидов каллусов, вызванных облучением, в целом имеет сходство со стрессовой реакцией растительной ткани на неблагоприятные условия внешней среды. При этом обнаружены существенные различия между количественными показателями содержания ЖК в абсолютных и относительных единицах. Например, увеличение абсолютного количества мононенасыщенной олеиновой кислоты через пять минут после снятия воздействия лазерного излучения составило 23%, в то время как относительное количество увеличилось за то же самое время только на 14%. Для полиненасыщенных линолевой и линоленовой кислот эта разница была еще более значительной. Обсуждается область применения двух способов расчета содержания ЖК.

лазерная стимуляция, каллус, жирные кислоты, Triticum aestivum L., количественный анализ

1. Кару Т.Й. Клеточные механизмы низкоинтенсивной лазерной терапии // Успехи современной биологии. 2001. Т. 121. N 1. С. 110–120.

2. Karu T.I., Kalendo G.S., Letokhov V.S., Lobko V.V. Biostimulation of HeLa cells by low intensity visible light // Il Nuovo Cimento D. 1982. Vol 1. Issue 6. P. 828–840. DOI: 10.1007/bf02451072

3. Freitas L.F., Hamblin M.R. Proposed Mechanisms of Photobiomodulation or Low-Level Light Therapy // IEEE Journal of selected topics in quantum electronics. 2016. Vol. 22. Issue 3. P. 348–364. DOI: 10.1109/JSTQE.2016.2561201

4. Moskvin S.V. Low-Level Laser Therapy in Russia: History, Science and Practice // Journal of Lasers in Medical Sciences. 2017. Vol. 8. Issue 2. P. 56–65. DOI: 10.15171/jlms.2017.11

5. Hernandez A.C., Dominguez P.A., Cruz O.A., Ivanov R., Carballo C.A., Zepeda B.R. Laser in agriculture // International Agrophysics. 2010. Vol. 24. Issue 4. P. 407–422.

6. Perveen R., Jamil Y., Ashraf M., Ali Q., Iqbal M., Ahmad M.R. He-Ne laser-induced improvement in biochemical, physiological, growth and yield characteristics in sunflower (Helianthus annuus L.) // Photochemistry and Photobiology. 2011. Vol. 87. Issue 6. P. 1453–1463.

7. Krawiec M., Dziwulska-Hunek A., Kornarzyński K. The use of physical factors for seed quality improvement of horticultural plants // Journal of Horticultural Research. 2018. Vol. 26. Issue 2. P. 81–94. DOI: 10.2478/johr-2018-0019

8. Swathy P.S., Rupal G., Prabhu V., Mahato K.K., Muthusamy A. In vitro culture responses, callus growth and organogenetic potential of brinjal (Solanum melongena L.) to He-Ne laser irradiation // Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology. 2017. Vol. 174. P. 333–341. DOI: 10.1016/j.jphotobiol.2017.08.017

9. Jimenez A.M.M., Cornejo S.L., Morales M.O. Effect of He-Ne laser irradiation and exposure to light emitting diodes on the photosynthetic pigment content of Capsicum annuum // Interciencia. 2018. Vol. 43. Issue 7. P. 484–490.

10. Podleśny J., Stochmal A., Podleśna A., Misiak L. E. Effect of laser light treatment on some biochemical and physiological processes in seeds and seedlings of white lupine and faba bean // Plant Growth Regulation. 2012. Vol. 67. Issue 3. P. 227–233. DOI: 10.1007/s10725-012-9681-7

11. Dudareva L.V., Rudikovskaya E.G., Shmakov V.N., Rudikovskii A.V., Salyaev R.K. Influence of low-intensity laser radiation on the dynamics of some phytohormones content in the callus tissues of wheat Triticum aestivum L. // Laser Physics. 2017. Vol. 27. No.5. DOI: https://doi.org/10.1088/1555-6611/aa658e

12. ДудареваЛ.В., РудиковскаяЕ.Г., ШмаковВ.Н. Влияние низкоинтенсивного излучения гелий-неонового лазера на жирнокислотный состав каллусных тканей пшеницы (Triticum aestivum L.) // Биологические мембраны. 2014. Т. 31. N 5. С. 364–370. DOI: 10.7868/S0233475514050041

13. Bligh E.C., Dyer W.J. A Rapid method of total lipid extraction and purification // Canadian Journal of Biochemistry and Physiology. 1959. Vol. 37. P. 911–917.

14. Christie W.W. Preparation of Ester Derivatives of Fatty Acids for Chromatographic Analysis. In: Advances in Lipid Methodology – Two; Christie W.W., Ed.; Oily Press: Dundee, UK, 1993. P. 69–111.

15. Лось Д.А. Десатуразы жирных кислот. М.: Научный мир, 2014. 317 c.

16. Okazaki Y., Saito K. Roles of lipids as signaling molecules and mitigators during stress response in plants // The Plant Journal. 2014. Vol. 79. Issue 4. P. 584–596. DOI: 10.1111/tpj.12556

17. Макаренко С.П., Шмаков В.Н., Дударева Л.В., Столбикова А.В., Семёнова Н.В., Третьякова И.Н., Константинов Ю.М. Жирнокислотный состав суммарных липидов эмбриогенных и неэмбриогенных каллусных линий лиственницы // Физиология растений. 2016. Т. 63. N 2. С. 267–274. DOI: 10.7868/S001533031602010X

18. Пятыгин С.С. Стресс у растений: физиологический подход // Журнал общей биологии. 2008. Т. 69. N 4. С. 294–298.

19. Dobrzyn A., Ntambi J.M. The role of stearoylCoA desaturase in the control of metabolism // Prostaglandins, Leukotrienes and Essential Fatty Acids. 2005. Vol. 73. Issue 1. P. 35–41. DOI: 10.10 16/j.plefa.2005.04.011

20. Salyaev R.K., Dudareva L.V., Lankevich S.V., Ekimova E.G., Sumtsova V.M. Effect of low-intensity laser radiation on the lipid peroxidation in wheat callus culture // Russian Journal of Plant Physiology. 2003. Vol. 50. No. 4. P. 498–500. DOI: 10.1023/A:1024720707041