Полногеномное секвенирование штамма Staphylococcus warneri, изолированного из загрязненной нефтью почвы

Биоремедиация с использованием бактериальных консорциумов представляет собой перспективный подход к очистке вод, грунтов и атмосферы от загрязнений нефтью и ее производными. Из нефтезагрязненной черноземной почвы на территории Ромашкинского месторождения Республики Татарстан выделены микроорганизмы-деструкторы, три из которых отобраны по устойчивости к нефти и способности к производству биосурфактантов. Секвенирование генома штамма Staphylococcus warneri, выделенного в составе консорциума микроорганизмов-деструкторов, проведено на платформе MiSeq Illumina. Cреднее содержание GC-пар в геноме составило 32,7 %.

Аннотирование генома выполнено с использованием сервера RAST. SEED viewer использовали для отнесения предсказанных генов к функциональным категориям. Показано, что данный геном содержит 2535 кодирующих белок последовательностей. Большинство аннотированных генов определяет синтез аминокислот и их производных (255), углеводный обмен (195), белковый метаболизм (167), кофакторы, витамины, простетические группы и пигментные образования (87), нуклеозиды и нуклеотиды (78), метаболизм жирных кислот, липидов и изопреноидов (55) и метаболизм ДНК (68).

Полногеномное секвенирование и аннотирование генома штамма Staphylococcus warneri подтвердило наличие у него углеводородокисляющих свойств. Выявлено два гена неохарактеризованных белков yddN и yceB, имеющих сходство с алканал-монооксигеназами, которые, вероятно, принимают участие в биодеградации алканов. Три гена, обнаруженные в этом штамме, кодируют ферменты катехол-2,3-диоксигеназу, фумарилацетоацетат-гидролазу и салицилат-1-монооксигеназу, участвующие в биодеградации ароматических углеводородов. Полученные данные последовательности генома позволяют лучше понять механизмы деградации (поглощения) углеводородов штаммом Staphylococcus warneri и его роль в бактериальном консорциуме. 

1. Hu G., Li J., Zeng G. Recent development in the treatment of oily sludge from petroleum industry: a review // Journal of Hazardous Materials. 2013. Vol. 261. P. 470–490. https://doi.org/10.1016/j.jhazmat.2013.07.069

2. Fuentes S., Méndez V., Aguila P., Seeger M.Bioremediation of petroleum hydrocarbons: catabolic genes, microbial communities, and applications // Applied Microbiology and Biotechnology. 2014. Vol. 98. Issue 11. P. 4781–4794. https://doi.org/10.1007/s00253-014-5684-9

3. Дегтярева И.А., Яппаров И.А., Яппаров А.Х., Ежкова А.М., Давлетшина А.Я., Шайдуллина И.А. Создание и применение биоудобрения на основе эффективного консорциума микроорганизмов-деструкторов для рекультивации нефтезагрязненных почв Республики Татарстан // Нефтяное хозяйство. 2017. N. 5. С. 100–103. https://doi.org/10.24887/0028-2448-2017-5-100-103

4. Juwarkar A.A., Misra R.R., Sharma J.K. Re-cent trends in bioremediation. In: Parmar N., Singh A. (eds.). Geomicrobiology and Biogeochemistry. Berlin: Springer. 2014. P. 81–100.

5. Дегтярева И.А., Давлетшина А.Я. Применение консорциума аборигенных углеводородокисляющих микроорганизмов для ремедиации черноземной и серой лесной почв Республики Татарстан // Вестник Казанского технологического университета. 2015. Т. 18. N. 4. С. 275–278.

6. Brooijmans R.J.W., Pastink M.I., Siezen R.J. Hydrocarbon-degrading bacteria: the oil-spill clean-up crew // Microbial Biotechnology. 2009. Vol. 2. Issue 6. P. 587–594. https://doi.org/10.1111/j.1751-7915.2009.00151.x

7. Carmona M., Zamarro M.T., Blazquez B., Durante-rodriguez G., Juarez J.F., Valderrama J.A., et al. Anaerobic catabolism of aromatic compounds: a genetic and genomic view // Microbiology and Molecular Biology Reviews. 2009. Vol. 73. Issue 1. P. 71– 133. https://doi.org/10.1128/MMBR.00021-08

8. Дегтярева И.А., Хидиятуллина А.Я. Оценка влияния природных ассоциаций углеводородокисляющих микроорганизмов на состояние нефтезагрязненной почвы // Ученые записки Казанского университета. 2011. Т. 153. N. 3. С. 137–143.

9. Moscoso F., Teijiz I., Deive F.J., Sanromán M.A. Efficient PAHs biodegradation by a bacterial consortium at flask and bioreactor scale // Bioresource Technology. 2012. Vol. 119. P. 270–276. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2012.05.095

10. M’rassi A.G., Bensalah F., Gury J., Duran R. Isolation and characterization of different bacterial strains for bioremediation of n-alkanes and polycyclic aromatic hydrocarbons // Environmental Science and Pollution Research. 2015. Vol. 22. Is-sue 20. P. 15332–15346. https://doi.org/10.1007/s11356-015-4343-8

11. Bhardwaj B., Bhatnagar U.B., Conaway D. G. An unusual presentation of native valve endocarditis caused by Staphylococcus warneri // Reviews in Cardiovascular Medicine. 2016. Vol. 17. Issue 3-4. P. 140–143. https://doi.org/10.3909/ricm0823

12. Godini K., Samarghandi M.R., Zafari D., Rahman A.R., Afkhami A., Arabestani M.R. Isolation and identification of new strains of crude oil degrading bacteria from Kharg Island, Iran // Petroleum Science and Technology. 2018. Vol. 36. Issue 12. P. 869–874. https://doi.org/10.1080/10916466.2018.1447961

13. Popowicz G.M., Dubin G., Stec-Niemczyk J., Czarny A., Dubin A.D., Potempa J., et al. Functional and structural characterization of Sp1 protease from Staphylococcus aureus // Journal of Molecular Biology. 2006. Vol. 358. Issue 1. P. 270–279. https://doi.org/10.1016/j.jmb.2006.01.098

14. Eddouaouda K., Mnif S., Badis A., Younes S.B., Cherif S., Ferhat S., et al. Characterization of a novel biosurfactant produced by Staphylococcus sp. strain 1E with potential application on hydrocarbon bioremediation // Journal of Basic Microbiology. 2012. Vol. 52. Issue 4. P. 408–418. https://doi.org/10.1002/jobm.201100268

15. Bankevich A., Nurk S., Antipov D., Gurevich A., Dvorkin M., Kulikov A., et al. SPAdes: a new genome assembly algorithm and its applications to single-cell sequencing // Journal of Computational Biology. 2012. Vol. 19. P. 455–477. https://doi.org/10.1089/cmb.2012.0021

16. Brettin T., Davis J.J., Disz T., Edwards R.A., Gerdes S., Olsen G.J., et al. RASTtk: a modular and extensible implementation of the RAST algorithm for building custom annotation pipelines and annotating batches of genomes // Scientific Reports. 2015. Vol. 5. P. 8365. https://doi.org/10.1038/srep08365

17. Overbeek R., Olson R., Pusch G.D., Olsen G.J., Davis J.J., et al. The SEED and the rapid annotation of microbial genomes using subsystems technology (RAST) // Nucleic Acids Research. 2014. Vol. 42. P. D206–D214. https://doi.org/10.1093/nar/gkt1226

18. Mesarch M.B., Nakatsu C.H., Nies L. Development of catechol 2,3-dioxygenase-specific primers for monitoring bioremediation by competitive quantitative PCR // Applied and Environmen Microbiology. 2000. Vol. 66. Issue 2. P. 678–683. https://doi.org/10.1128/aem.66.2.678-683.2000

19. Pérez-Pantoja D., González B., Pieper D.H. Aerobic degradation of aromatic hydrocarbons. In: Timmis K.N. (eds.). Handbook of Hydrocarbon and Lipid Microbiology. Berlin: Springer, 2010. P. 799–837.

20. Sierra-Garcia I.N., Alvarez J.C., de Vasconcellos S.P., de Souza A.P., dos Santos Neto E.V., de Oliveira V.M. New hydrocarbon degradation pathways in the microbial metagenome from Brazilian petroleum reservoirs // Public Library of Science. 2014. Vol. 9. Issue 2. P. e90087. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0090087