Определениe фенольных соединений в водно-этанольных экстрактах листьев Populus tremula L. c помощью высокоэффективной жидкостной хроматографии

Водно-этанольный экстракт листьев Populus tremula L. (осина обыкновенная) включает различные группы фенольных соединений с разной полярностью и различной концентрацией веществ, что осложняет аналитическую задачу при определении их содержания. Цель работы – изучить условия твердофазной экстракции и высокоэффективной жидкостной хроматографии при исследовании содержания разных групп фенольных соединений в водно-этанольных экстрактах листьев P. tremula. Для извлечения фенольных соединений проводили исчерпывающую экстракцию этанолом. Твердофазную экстракцию осуществляли с помощью патрона Диапак С16, после чего элюаты пропускали через мембранный фильтр с диаметром пор 0,45 мкм. Методом высокоэффективной жидкостной хроматографии определяли содержание фенолокислот и гликозидов флавоноидов, а также салицина и индивидуальных компонентов гликозидов флавоноидов: гиперозида, рутина, астрагалина и двух неиндентифицированных гликозидов флавоноидов в водной (аналит 1) и водно-спиртовой фракциях (аналит 2) в двух системах, различающихся по градиенту элюирования. Доказана необходимость анализа первичного водного элюата совместно или параллельно с основной водно-спиртовой фракцией при подготовке экстрактов листьев P. tremula для высокоэффективной жидкостной хроматографии с помощью картриджей твердофазной экстракции. Для разделения экстракта с целью определения содержания компонентов гидроксикоричных и гидроксибензойных кислот предпочтительнее использовать систему 2, для определения содержания фенологликозидов (салицина) – систему 1. Гликозиды флавоноидов (гиперозид, рутин, астрагалин и два неидентифицированных флавоноида) вносят наиболее весомый вклад в различие двух фракций – водной и водно-спиртовой.

1. Темердашев З.А., Милевская В.В., Киселева Н.В., Верниковская Н.А., Коробков В.А. Сорбционно-хроматографическое определение галловой, кофейной кислот, рутина и эпикатехина в лекарственных растениях // Аналитика и контроль. 2013. Т. 17. N 2. С. 211–218.

2. Сапрыкин Л.В., Сапрыкина Л.В. Методология аналитического применения твердофазной экстракции // Сорбционные и хроматографические процессы. 2007. Т. 7. Вып. 3. С. 397–409.

3. Kudrinskaya V.A., Dmitrienko S.G., Zolotov Yu.A. Synthesis and study of sorption properties of molecularly imprinted polymers for quercetin // Moscow University Chemistry Bulletin. 2009. Vol. 64. Issue 3. P. 124–129. https://doi.org/10.3103/S0027131409030031

4. Zanutto F.V., Boldrin P.K., Varanda E.A., Fernandes de Souza S., Sano P.T., Vilegas W., et al. Characterization of flavonoids and naphthopyranones in methanol extracts of Paepalanthus chiquitensis Herzog HPLC-ESI-IT-MSn and their mutagenic activity // Molecules. 2012. Vol. 18. Issue 1. P. 244–262. https://doi.org/10.3390/molecules18010244

5. Simirgiotis M.J., Schmeda-Hirschmann G., Bórquez J., Kennelly E.J. The Passiflora tripartita (Banana Passion) fruit: a source of bioactive flavonoid C-glycosides isolated by HSCCC and characterized by HPLC–DAD–ESI/MS/MS // Molecules. 2013. Vol. 18. Issue 2. P. 1672–1692. https://doi.org/10.3390/molecules18021672

6. Asghari A., Barfi B., Barfi A., Saeidi I., Ghollasi Moud F., Peyrovi M., et al. Comparison between conventional solid phase extraction and its simplified method for HPLC determination of five flavonoids in orange, tangerine, and lime juice samples // Acta Chromatographica. 2014. Vol. 26. Issue 1. P. 157–175. https://doi.org/10.1556/AChrom.26.2014.1.12

7. Costa D.L.M.G., Rinaldo D., Varanda E.A., de Sousa J.F., Nasser A.L.M., Silva A.C.Z., et al. Flavonoid detection in hydroethanolic extract of Pouteria torta (Sapotaceae) Leaves by HPLC-DAD and the determination of Its mutagenic activity // Journal of Medicinal Food. 2014. Vol. 17. Issue 10. P. 1103–1112. https://doi.org/10.1089/jmf.2013.0116

8. Mehta J.P., Fultariya C.R., Parmar P.H., Vadia S.H., Golakiya B.A. Determination of phenolic acids and a flavonoid in Eleusine coracana (L.) by semi-preparative HPLC photo diode array detector // Journal of Analytical Chemistry. 2015. Vol. 70, Issue 3. P. 369–373. https://doi.org/10.1134/S1061934815030090

9. Hsu B.Y., Lin S.W., Stephen Inbaraj B., Chen B.H. Simultaneous determination of phenolic acids and flavonoids in Chenopodium formosanum Koidz. (djulis) by HPLC-DAD-ESI–MS/MS // Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis. 2017. Vol. 132. P. 109–116. https://doi.org/10.1016/j.jpba.2016.09.027

10. Gomes S.V.F., Portugal L.A., dos Anjos J.P., de Jesus O.N., de Oliveira E.J., David J.P., Davida J.M. Accelerated solvent extraction of phenolic compounds exploiting a Box-Behnken design and quantification of five flavonoids by HPLC-DAD in Passiflora species // Microchemical Journal. 2017. Vol. 132. P. 28–35. https://doi.org/10.1016/j.microc.2016.12.021

11. Tewari R., Gupta M., Ahmad F., Rout P.K., Misra L., Patwardhan A., et al. Extraction, quantification and antioxidant activities of flavonoids, polyphenols and pinitol from wild and cultivated Saraca asoca bark using RP-HPLC-PDA-RI method // Industrial Crops and Products. 2017. Vol. 103. P. 73–80. https://doi.org/10.1016/j.indcrop.2017.03.036

12. Ciric A., Jelikic-Stankov M., Cvijovic M., Djurdjevic P. Statistical optimization of an RP-HPLC method for the determination of selected flavonoids in berry juices and evaluation of their antioxidant activities // Biomedical Chromatography. 2018. Vol. 32. Issue 4. Art. no. e4150. https://doi.org/10.1002/bmc.4150

13. Kuppusamy P., Lee K.D., Song C.E., Ilavenil S., Srigopalram S., Arasu M.V., et al. Quantification of major phenolic and flavonoid markers in forage crop Lolium multiflorum using HPLC-DAD // Revista Brasileira de Farmacognosia. 2018. Vol. 28. Issue 3. P. 282–288. https://doi.org/10.1016/j.bjp.2018.03.006

14. Häikiö E., Makkonen M., Julkunen-Tiitto R., Sitte J., Freiwald V., Silfver T., et al. Performance and secondary chemistry of two hybrid Aspen (Populus tremula L. x Populus tremuloides Michx.) clones in long-term elevated ozone ex-posure // Journal of Chemical Ecology. 2009. Vol. 35. Issue 6. P. 664–678. https://doi.org/10.1007/s10886-009-9644-2

15. Лобанова И.Ю. Фенольные соединения листьев осины обыкновенной как основа создания препарата противовоспалительного действия // Вестник уральской медицинской академической науки. 2011. N 3/1. С. 67–68.

16. Лобанова И.Ю., Турецкова В.Ф. Выделение и изучение состава флавоноидов листьев осины обыкновенной // Химия растительного сырья. 2011. N 2. С. 117–122.

17. Банаев Е.В., Шишкин С.В., Воронкова М.С., Беланова А.П., Томошевич М.А. Морфологические и биохимические особенности Populus × canescens в природных популяциях Алтайского Края // Вестник Алтайского государственного аграрного университета. 2017. N 8 (154). С. 90–97.

18. Сычев К.С., Даванков В.А. Материалы и методы пробоподготовки в хроматографии: твердофазное концентрирование и адсорбционная очистка // Сорбционные и хроматографические процессы. 2004. Т. 4. Вып.1. С. 5–28.

19. Van Beek T.A. Chemical analysis of Ginkgo biloba leaves and extracts // Journal of Chromatograhpy. A. 2002. Vol. 967. Issue 1. P. 21–55. https://doi.org/10.1016/S0021-9673(02)00172-3

20. Юрьев Д.В., Эллер К.И., Арзамасцев А.П. Анализ флавонолгликозидов в препаратах и БАД на основе экстракта Ginkgo biloba // Фармация. 2003. N 2. С. 7–9.

21. Zagurskaya Yu.V., Siromlya T.I., Kotsupiy O.V., Babaeva E.Yu., Ufimtsev V.I. Physiological and biochemical characteristics of Populus tremula leaves in anthropogenic disturbed habitats // BIO Web of Conferences. 2018. Vol. 11. Art. no. 00050. 4 p. https://doi.org/10.1051/bioconf/20181100050

22. Shkarina E.I., Maksimova T.V., Nikulina I.N., Lozovskaya E.L., Chumakova Z.V., Pakhomov V.P., et al. Effect of biologically active substances on the antioxidant activity of phytopreparations // Pharmaceutical Chemistry Journal. 2001. Vol. 35. Issue 6. P. 333–340. https://doi.org/10.1023/A:1012349806071