Биосинтез экзополисахаридов почвенными бактериями Paenibacillus mucilaginosus на питательной среде с мелассой

Бактериальные экзополисахариды с влагоудерживающими и цементирующими свойствами играют очень важную роль в формировании и стабилизации почвенных агрегатов, регулировании питательных веществ и потока воды через корни растений, снижении солевого стресса в растениях. При внесении в почву бактерий, продуцирующих экзополисахариды, растения более устойчивы к водному стрессу благодаря улучшению структуры и значительному накоплению пролина, сахаров и свободных аминокислот в условиях дефицита воды. Целью настоящей работы являлось определение эффективности биосинтеза экзополисахаридов почвенными бактериями Paenibacillus mucilaginosus при культивировании на питательной среде, приготовленной на основе мелассы. В экспериментах использованы продуценты экзополисахаридов - штаммы бактерий Р. mucilaginosus 560 и 574, предоставленные Ведомственной коллекцией непатогенных микроорганизмов сельскохозяйственного назначения (ФГБНУ ВНИИСХМ, Санкт-Петербург). Для определения влияния условий культивирования на синтез экзополисахаридов бактериями P. mucilaginosus применен метод «один фактор за один раз» (one-factor-at-a-time - OFAT). По результатам исследований выбраны наиболее эффективный продуцент экзополисахаридов, возраст и дозы инокулята, оптимальные значения температуры культивирования и рН среды, источник азота и его концентрации, а также определены условия аэрации, влияющие на биосинтез экзополисахаридов и рост выбранного штамма бактерий P. mucilaginosus. Установлено, что наиболее эффективным продуцентом экзополисахаридов является штамм P. mucilaginosus 574. Показано, что для биосинтеза экзополисахаридов культивирование данного штамма целесообразно и экономично проводить на питательной среде c 2% мелассы без дополнительного внесения минеральных веществ и азота. Максимальное количество экзополисахаридов может достигать 9,55 г/л в питательной среде c 2% мелассы объемом 50 мл с добавлением 0,1% кукурузного экстракта как индуктора синтеза эк-зополисахаридов при температуре культивирования 30±1 °С, рН среды 6,0±0,2 с внесением 5% инокулята после 24 ч. инокуляции. Полученные результаты исследований рекомендуется использовать при создании технологии производства микробиологических удобрений.

1. Khan N., Bano A., Rahman M.A., Rathinasa-bapathi B., Babar M.A. UPLC-HRMS-based untargeted metabolic profiling reveals changes in chickpea (Cicer arietinum) metabolome following longterm drought stress // Plant, Cell & Environment. 2019. Vol. 42. Issue 1. P. 115-132. https://doi.org/10.1111/pce.13195

2. Vejan P., Abdullah R., Khadiran T., Ismail S., Boyce A.N. Role of plant growth promoting rhizobacteria in agricultural sustainability - a review // Molecules. 2016. Vol. 21. Issue 5. P. 573. https://doi.org/10.3390/molecules21050573

3. Sade N., Gebretsadik M., Seligmann R., Schwartz A., Wallach R., Moshelion M. The role of tobacco Aquaporin1 in improving water use efficiency, hydraulic conductivity, and yield production under salt stress // Plant Physiology. 2010. Vol. 152. Issue 1. P. 245-254. https://doi.org/10.1104/pp.109.145854

4. Kloeppe J.W., Rodriguez-Kabana R., Zehnder A.W., Murphy J.F., Sikora E., Fernandez C. Plant root-bacterial interactions in biological control of soilborne diseases and potential extension to systemic and foliar diseases // Australasian Plant Pathology. 1999. Vol. 28. Issue 1. P. 21-26. https://doi.org/10.1071/AP99003

5. Hilliou L., Freitas F., Oliveira R., Reis M.A.M., Lespineux D., Grandfils C., et al. Solution properties of an exopolysaccharide from a Pseudomonas strain obtained using glycerol as single carbon source // Carbohydrate Polymers. 2009. Vol. 78. Issue 3. P. 526-532. https://doi.org/10.1016Zj.carb-pol.2009.05.011

6. Rottava I., Batesini G., Silva F.M., Lerin L., de Oliveira D., Padilha F.F., et al. Xanthan gum production and rheological behavior using different strains of Xanthomonas sp. // Carbohydrate Polymers. 2009. Vol. 77. Issue 1. P. 65-71. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2008.12.001

7. Freitas F., Alves V.D., Pais J., Carvalheira M., Costa N., Oliveira R., et al. Production of a new exopolysaccharide (EPS) by Pseudomonas oleo-vorans NRRL B-14682 grown on glycerol // Process Biochemistry. 2010. Vol. 45. Issue 3. P. 297-305. https://doi.org/10.1016/j.procbio.2009.09.020

8. Liang T.-W., Wang S.-L. Recent advances in exopolysaccharides from Paenibacillus spp.: production, isolation, structure, and bioactivities // Marine Drugs. 2015. Vol. 13. Issue 4. P. 1847-1863. https://doi.org/10.3390/md13041847

9. Roberson E.B., Firestone M.K. Relationship between Desiccation and Exopolysaccharide Production in a Soil Pseudomonas sp. // Applied and Environmental Microbiology. 1992. Vol. 58. Issue 4. P. 1284-1291. https://doi.org/10.1128/AEM.58.4.1284-1291.1992

10. Tisdall J.M., Oades J.M. Organic matter and water stable aggregates in soils // European Journal of Soil Science. 1982. Vol. 33. Issue 2. P. 141-163. https://doi.org/10.1111/j.1365-2389.1982.tb01755.x

11. Sabra W., Zeng A.P., Lunsdorf H., Deckwer W.D. Effect of oxygen on formation and structure of Azotobacter vinelandii alginate and its role in protecting nitrogenase // Applied and environmental microbiology. 2000. Vol. 66. Issue 9. P. 4037-4044. https://doi.org/10.1128/aem.66.9.4037-4044.2000

12. Leigh J.A., Coplin D.L. Exopolysaccharides in plant-bacterial interactions // Annual Review of Microbiology. 1992. Vol. 46. P. 307-346. https://doi.org/10.1146/annurev.mi.46.100192.001515

13. Ashraf M. Photosynthetic capacity and ion accumulation in a medicinal plant henbane (Hyos-cyamus niger L.) under salt stress // Journal of Applied Botany and Food Quality. 2004. Vol. 78. Issue 2. P. 91-96.

14. Naseem H., Ahsan M., Shahid M.A., Khan N. Exopolysaccharides producing rhizobacteria and their role in plant growth and drought tolerance // Journal of Basic Microbiology. 2018. Vol. 58. Issue 12. P. 100922. https://doi.org/10.1002/jobm.201800309

15. Bashan Y., Holguin G., de-Bashan L.E. Azospirillum-plant relationships: physiological, molecular, agricultural, and environmental advances (1997-2003) // Canadian Journal of Microbiology. 2004. Vol. 50. Issue 8. P. 521-577. https://doi.org/10.1139/W04-035

16. Li X., Yang S.H., Yu X.C., Jin Z.X., Li W.D., Li L., et al. Construction of transgenic Bacillus muci-laginosus strain with improved phytase secretion // Journal of Applied Microbiology. 2005. Vol. 99. Issue 4. P. 878-884. https://doi.org/10.1111/j.1365-2672.2005.02683.x

17. Czitrom V. One-factor-at-a-time versus designed experiments // The American Statistician. 1999. Vol. 53. Issue 2. P. 126-131. https://doi.org/10.1080/00031305.1999.10474445

18. Maier R.M. Bacterial Growth. In: Maier R.M., Pepper I.I., Gerba C.P. Environmental Microbiology. San Diego, CA: Academic Press; 2000. Chapter 3. p. 43-60.

19. Barley M.J., Biely P., Poutanen K. Interlaboratory testing of methods for assay of xylanase activity // Journal of Biotechnology. 1992. Vol. 23. Issue 3. P. 257-270.

20. Морозова Ю.А., Скворцов Е.В., Алимова Ф.К., Канарский А.В. Биосинтез ксиланаз и целлюлаз грибами рода Trichoderma на послеспиртовой барде // Вестник Казанского технологического университета. 2012. Т. 15. N 19. С. 120-122.

21. Ха З.Т., Канарский А.В., Канарская З.А., Щербаков А.В., Щербакова Е.Н. Эффективность культивирования бактерий рода Paenibacillus mucilaginosus на питательной среде на основе сахарозы // Научный журнал НИУ ИТМО. Серия: Процессы и аппараты пищевых производств. 2019. N 3. С. 62-72. https://doi.org/10.17586/2310-1164-2019-12-3-62-72

22. Ха Т.З., Канарская З.А., Канарский А.В., Щербаков А.В., Щербакова Е.Н. Влияние источника углерода на синтез биомассы и экзополиса-харидов бактериями Paenibacillus mucilaginosus // Известия вузов. Прикладная химия и биотехнология. 2019. Т. 9. N 3. С. 509-518. https://doi.org/10.21285/2227-2925-2019-9-3-509-518

23. Яровенко В.Л., Маринченко В.А., Смирнов В.А., УстинниковБ.А., Цыганков П.С., Швец В.Н. [и др.]. Технология спирта. М.: Колос-Пресс, 2002. 464 с.

24. Emtiazia G., Ethemadifara Z., Habibib M.H. Production of extra-cellular polymer in Azotobacter and biosorption of metal by exopolymer // African Journal of Biotechnology. 2004. Vol. 3. Issue 6. P. 330-333. https://doi.org/10.5897/AJB2004.000-2060

25. Razack S.A., Velayutham V., Thangavelu V. Medium optimization for the production of exopolysaccharide by Bacillus subtilis using synthetic sources and agro wastes // Turkish Journal of Biology. 2013. Vol. 3. Issue 37. P. 280-288. https://doi.org/10.3906/biy-1206-50

26. Chaijamrus S., Udpuay N. Production and Characterisation of Polyhydroxybutyrate from Molasses and Corn Steep Liquor produced by Bacillus megaterium ATCC 6748. Agricultural Engineering International: the CIGR Ejournal. X p. 1-12, 2008.

27. Sharma N., Prasad G.S., Choudhury A.R. Utilization of corn steep liquor for biosynthesis of pullulan, an important exopolysaccharide // Carbohydrate Polymers. 2013. Vol. 93. Issue 1. P. 95101. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2012.06.059

28. Elisashvili V.I., Kachlishvili E.T., Wasser S.P. Carbon and nitrogen source effects on basidiomycetes exopolysaccharide production // Applied Biochemistry and Microbiology. 2009. Vol. 45. Issue 5. P. 531-535. https://doi.org/10.1134/S0003683809050135

29. Wang C.-L., Huang T.-H., Liang T.-W., Fang C.-Y., Wang S.-L. Production and characterization of exopolysaccharides and antioxidant from Paeni-bacillus sp. TKU023 // New Biotechnology. 2011. Vol. 28. Issue 6. P. 559-565. https://doi.org/10.1016/j.nbt.2011.03.003