Молекулярно-массовые характеристики и сорбционные свойства пектина, выделенного из разных субстратов

Исследование природных полимеров является одной из передовых задач современной химии. Один из таких полимеров - полисахаридный пектин. Для его выделения из разных субстратов использовали широко распространенный кислотный гидролиз. Для этой цели исследованы щавелевая, лимонная и соляная кислоты. Водорастворимую пектинсодержащую фракцию выделяли из кожуры, ядрышек и жмыха яблок, жмыха сахарной свеклы, лимонной корки, хвои сосны. Оптимальным условием является нагревание субстрата на кипящей водяной бане в течение 1 ч с обратным холодильником в растворе соляной кислоты (рН = 2-3). Для выделения сухого порошка пектин-содержащего компонента экстракт после охлаждения нейтрализовали раствором аммиака и осаждали пектин этанолом. Исследование растворов пектина методом гельпроникающей хроматографии показало, что они имеют чаще всего три полимерные фракции, близкие по значению молекулярных масс: ~17-20, ~10-12 и ~0,5 кДа. Содержание последней фракции во всех выделенных образцах было преимущественным. Растворы предварительно высаженных порошков пектинсодержащей фракции заметно отличались от ранее обсужденных результатов: в них олигомерная фракция практически отсутствует. Для ряда образцов порошков пектина была определена степень этерификации методом потенциометрического титрования. Выявлена зависимость степени этерификации как от исходного сырья, так и от способа выделения. Для изучения сорбционной способности пектина, выделенного из разных субстратов, применяли метод обратного комплексонометрического титрования. Результаты анализа позволяют утверждать, что имеет место обратно пропорциональная зависимость степени сорбции свинца образца пектина от его степени этерификации.

1. Popov S.V., Ovodov Y.S. Polypotency of the immunomodulatory effect of pectins // Biochemistry (Moscow). 2013. Vol. 78. Issue 7. P. 823-835. https://doi.org/10.1134/S0006297913070134

2. Zheng Y., Pierce A., Wagner W.L., Scheller H.V., Mohnen D., Tsuda A., et al. Analysis of pectin biopolymer phase states using acoustic emissions // Carbohydrate Polymers. 2020. Vol. 227. 115282. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2019.115282

3. Marasini S., Yue H., Ho S.L., Jung K.-H., Park J.A., Cha H., et al. d-Glucuronic acid-coated ultrasmall paramagnetic Ln2O3 (Ln = Tb, Dy, and Ho) nanoparticles: magnetic properties, water proton relaxivities, and fluorescence properties // European Journal of Inorganic Chemistry. 2019. Vol. 2019. Issue 34. P. 3832-3839. https://doi.org/10.10 02/ejic.201900378

4. Sutar P.B., Mishra R.K., Pal K., Banthia A.K. Development of pH sensitive polyacrylamide grafted pectin hydrogel for controlled drug delivery system // Journal of Materials Science: Materials in Medicine. 2008. Vol. 19. Issue 6. P. 2247-2253. https://doi.org/10.1007/s10856-007-3162-y

5. Pfaltzgraff L.A., De Bruyn M., Cooper E.C., Budarin V., Clark J.H. Food waste biomass: A resource for high-value chemicals // Green Chemistry. 2013. Vol. 15. Issue 2. P. 307-314. https://doi.org/10.1039/c2gc36978h

6. Mohnen D. Pectin structure and biosynthesis // Current Opinion in Plant Biology. 2008. Vol. 11. Issue 3. P. 266-277. https://doi.org/10.1016/j.pbi.2008.03.006

7. Fares M.M., Assaf S.M., Abul-Haija Y.M. Pectin grafted poly(N-vinylpyrrolidone): optimization and in vitro controllable theophylline drug release // Journal of Applied Polymer Science. 2009. Vol. 117. Issue 4. P. 1945-1954. https://doi.org/10.1002/app32172

8. Wai W.W., AlKarkhi A.F.M., Easa A.M. Comparing biosorbent ability of modified citrus and durian rind pectin // Carbohydrate Polymers. 2010. Vol. 79 Issue 3. P. 584-589. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2009.09.018

9. Dranca F., Vargas M., Oroian M. Physicochemical properties of pectin from Malus domestica ‘Falticeni’ apple pomace as affected by non-conventional extraction techniques // Food Hydrocolloids. 2020. Vol. 100. P. 105383. https://doi.org/10.1016/j.foodhyd.2019.105383

10. Кайшева Н.Ш., Щербак С.Н., Компанцев B.A., Крикова Н.И., Иванова Л.И. Анализ пектинов защитного действия // Журнал аналитической химии. 1994. Т. 49. N 11. C. 11581162.

11. Morales-Contreras B.E. Wicker L., Rosas-Flores W., Contreras-Esquivel J.C., Gallegos-Infante J.A., Reyes-Jaqueza D., et al. Apple pomace from variety “Blanca de Asturias” as sustainable source of pectin: Composition, rheological, and thermal properties // LWT - Food Science and Technology. 2020. Vol. 117. P. 108641. https://doi.org/10.1016/j.lwt.2019.108641

12. Sabater C., Sabater V., Olano A., Montilla A., Corzo N. Ultrasound-assisted extraction of pectin from artichoke by-products. An artificial neural network approach to pectin characterisation // Food Hydrocolloids. 2020. Vol. 98. P. 105238. https://doi.org/10.1016/j.foodhyd.2019.105238

13. Wan L., Chen Q., Huang M., Liu F.X., Pan S.Y. Physiochemical, rheological and emulsifying properties of low methoxyl pectin prepared by high hydrostatic pressure-assisted enzymatic, conventional enzymatic, and alkaline de-esterification: A comparison study // Food Hydrocolloids. 2019. Vol. 93. Issue 2. P. 146155. https://doi.org/10.1016/j.foodhyd.2019.02.022

14. Maciel V.B.V., Yoshida C.M.P., Boesch C., Goycoolea F.M., Carvalho R.A. Iron-rich chitosanpectin colloidal microparticles laden with ora-pro-nobis (Pereskia aculeata Miller) extract // Food Hydrocolloids. 2020. Vol. 98. P. 105313. https://doi.org/10.1016/j.foodhyd.2019.105313

15. Li D.D., Yang N., Tao Y., Xu E.-B., Jin Z.-Y., Han Y.-B., et al. Induced electric field intensification of acid hydrolysis of polysaccharides: Roles of thermal and non-thermal effects // Food Hydrocolloids. 2020. Vol. 101. https://doi.org/10.1016/j.foodhyd.2019.105484

16. Sengar A.S., Rawson A., Muthiah M., Kalakandan S.K. Comparison of different ultrasound assisted extraction techniques for pectin from tomato processing waste // Ultrasonics Sonochemistry. 2020. Vol. 61. P. 104812. https://doi.org/10.1016/j.ultsonch.2019.104812

17. Pose S., Kirby A.R., Mercado J.A., Morris V.J., Quesada M.A. Structural characterization of cell wall pectin fractions in ripe strawberry fruits using AFM // Carbohydrate Polymers. 2012. Vol. 88. Issue 3. P. 882-890. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2012.01.029

18. Khozhaenko E., Kovalev V., Podkorytova E., Khotimchenko M. Removal of the metal ions from aqueous solutions by nanoscaled low molecular pectin isolated from seagrass Phyllospadix iwatensis // Science of the Total Environment. 2015. Vol. 565. P. 913-921. https://doi.org/10.1016/j.sci-totenv.2016.01.108

19. Fullmer C.S., Edelstein S., Wasserman R.H. Lead-binding properties of intestinal calcium-binding proteins // Journal of Biological Chemistry. 1985. Vol. 260. Issue 11. P. 6816-6819.

20. Round A.N., Rigby N.M., MacDougall A.J., Morris V.J. A new view of pectin structure revealed by acid hydrolysis and atomic force microscopy // Carbohydrate Research. 2010. Vol. 345. Issue 4. P. 487-497. https://doi.org/10.1016/j.carres.2009.12.019

21. Antonov Y.A., Zhuravleva I., Celus M., Kyomugasho C., Lombardo S., Thielemans W., et al. Generality and specificity of the binding behaviour of lysozyme with pectin varying in local charge density and overall charge // Food Hydrocolloids. 2019. Vol. 99. P. 105-345. https://doi.org/10.1016/j.foodhyd.2019.105345

22. Gu M., Fang H., Gao Y., Su T., Niu Y., Yu L.(L.). Characterization of enzymatic modified soluble dietary fiber from tomato peels with high release of lycopene // Food Hydrocolloids. 2019. Vol. 99. P. 105-321. https://doi.org/10.1016/j.food-hyd.2019.105321

23. O’Donoghue E.M., Somerfield S.D. Biochemical and rheological properties of gelling pectic isolates from buttercup squash fruit // Food Hydrocolloids. 2008. Vol. 22. Issue 7. P. 13261336. https://doi.org/10.1016/j.foodhyd.2007.07.002

24. Levigne S., Ralet M.-C., Thibault J.-F. Characterisation of pectins extracted from fresh sugar beet under different conditions using an experimental design // Carbohydrate Polymers. 2002. Vol. 49. Issue 2. P. 145-153. https://doi.org/10.1016/S0144-8617(01)00314-9

25. Zaidel D.N.A., Meyer A.S. Biocatalytic crosslinking of pectic polysaccharides for designed food functionality: Structures, mechanisms, and reactions // Biocatalysis and Agricultural Biotechnology. 2012. Vol. 1. Issue 3. P. 207-219. https://doi.org/10.1016/j.bcab.2012.03.007

26. Thakur B.R., Singh R.K., Handa A.K., Rao M.A. Chemistry and uses of pectin - a review // Critical Reviews in Food Science and Nutrition. 1997. Vol. 37. Issue 1. P. 47-73. https://doi.org/10.1080/10408399709527767

27. Zofou D., Shu G.L., Foba-Tendo J., Tabouguia M.O., Assob J.-C.N. In vitro and in vivo anti-salmonella evaluation of pectin extracts and hydrolysates from ‘cas mango’ (Spondias dulcis) // Evidence-based Complementary and Alternative Medicine. 2019. Vol. 2019. Article ID 3578402. https://doi.org/10.1155/2019/3578402

28. Thakur S., Jyoti C., Vinod K., Thakur V.K. Progress in pectin based hydrogels for water purification: Trends and challenges // Journal of Environmental Management. 2019. Vol. 238. P. 210-223. https://doi.org/10.1016/j.jenvman.2019.03.002

29. Francuskiewicz F. Polymer Fractionation. Springer-Verlag Berlin, 1994. 217 р.

30. Xu M., Qi M., Goff H.D., Cui S.W. Polysaccharides from sunflower stalk pith: Chemical, structural and functional characterization // Food Hydrocolloids. 2020. Vol. 100. 105082. https://doi.org/10.1016/j.foodhyd.2019.04.053

31. Khotimchenko M., Makarova K., Khozhaenko E., Kovalev V. Lead-binding capacity of calcium pectates with different molecular weight // International Journal of Biological Macromolecules. 2017. Vol. 97. P. 526-535. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2017.01.065

32. Khedmat L., Izadi A., Mofid V., Mojtahe-di S.Y. Recent advances in extracting pectin by single and combined ultrasound techniques: A review of techno-functional and bioactive health-promoting aspects // Carbohydrate Polymers. 2020. Vol. 229. 115474. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2019.115474