Образование первичных метаболитов и хлорофилла в растениях Cucumis sativus L. при воздействии конъюгата l-рамнозы с м-аминобензойной кислотой

Изучен характер влияния конъюгата L-рамнозы с м-аминобензойной кислотой на динамику образования первичных метаболитов и хлорофилла при проращивании семян огурца (Cucumis sativus L.). Синтетический аминоконъюгат (рамнозиламин) оказывает ингибирующее влияние на рост тест-растения, ослабевающее с уменьшением концентрации его раствора от 0,05 до 0,0005%. Анализ изменения профилей ИК-Фурье спектров образцов корней и гипокотилей пророщенных семян показывает наиболее существенные изменения в углеводном пуле и протеиновой составляющей биоматериала. С уменьшением содержания аминоконъюгата до 0,0005% происходит увеличение интенсивности полос 1060, 1100 и 1158 см-1, указывающее на накопление целлюлозных полисахаридов. Аналогичным образом меняется интенсивность амидных полос, при этом значения волновых чисел вторых производных спектральных сигналов в области 1600–1700 см-1 свидетельствуют о конформационных изменениях белков в процессе прорастания. Электронные спектры экстрактов и колебательные спектры образцов семядолей демонстрируют более интенсивное образование хлорофилла в системах с аминоконъюгатом, увеличивающееся с уменьшением содержания в среде последнего, при этом дополнительно свидетельствуют о различном состоянии фотосинтетических пигментов в контрольном и исследуемых образцах. По нашему предположению, влияние аминоконъюгата на параметры роста, образование первичных метаболитов и фотосинтетических пигментов обусловлено его присутствием в среде совместно с м-аминобензойной кислотой и L-рамнозой, образующимися в качестве продуктов гидролиза, протекание которого подтверждается поляриметрическими измерениями. Результаты исследований подтверждают перспективность поиска и испытаний соединений, содержащих в структуре активные компоненты разного спектра действия.

1. Гинак А.И., Сулейманкадиев С.Э., Сулейманкадиева А.Э. Рострегулирующая активность 2-замещенных тиазолидинов на проростках подсолнечника // Известия Волгоградского государственного технического университета. 2008. Т. 1. Вып. 5. С. 98–101

2. Ольшевская В.А., Черепанов И.А., Спиридонов Ю.А., Спиридонова Г.С., Макаренков А.В., Самарская А.С. [и др.]. Гербицидная активность производных карборанов, сиднонимина, ферроцена // Агрохимия. 2017. N 4. С. 16–21.

3. Cherepanov I.S. Spectral characteristics and biological activity of synthetic humic-like substances on the basis of carbohydrates // Journal of Physics: Conference Series. 2019. Vol. 1399. Issue 5. P. 055001. https://doi.org/10.1088/1742-6596/1399/5/055001

4. Butler H.J., McAinsh M.R., Adams S., Martin F.L. Application of vibrational spectroscopy techniques to non-destructively monitor plant health and development // Analitical Methods. 2015. Vol. 7. P. 4059–4070. https://doi.org/10.1039/c5ay00377f

5. Turker-Kaya S., Huck C.W. A review of midinfrared and near-infrared imaging: principles, concepts and application in plant tissue analysis // Molecules. 2017. Vol. 22. Issue 1. P. 168. https://doi.org/10.3390/molecules22010168

6. Дмитриева Е.Д., Сюндюкова К.В., Акатова Е.В., Леонтьева М.М., Волкова Е.М., Музафаров Е.Н. Биологическая активность гуминовых веществ сапропеля реки Упы Тульской области // Химия растительного сырья. 2017. N 1. С. 137–144. https://doi.org/10.14528/jcprm2017011418

7. Stewart D. Fourier transform infrared microspectroscopy of plant tissues // Applied Spectroscopy. 1996. Vol. 50. Issue 3. P. 357–365. https://doi.org/10.1366/0003702963906384

8. Buensanteai N., Sompong M., Saengchan C., Thumanu K. The cellular components of cucumber seedlings after primed with plant growth promoting rhizobacteria, Bacillus subtilis Bs008 // African Journal of Microbiology Research. 2014. Vol. 8. Issue 10. P. 1006–1011. https://doi.org/10.5897/AJMR12.1856

9. Wu J., Guo J., Hu Y., Gong H. Distinct physiological responses of tomato and cucumber plants in silicon-mediated alleviation of cadmium stress // Frontiers in Plant Science. 2015. Vol. 6. P. 453. https://doi.org/10.3389/fpls.2015.00453

10. Thumanu K., Sompong M., Phansak P., Nontapot K., Buensanteai N. Use of infrared microspectroscopy to determine leaf biochemical composition of cassava in response to Bacillus subtilisCaSUT007 // Journal of Plant Interactions. 2015. Vol. 10. Issue 1. P. 270–279. https://doi.org/10.1080/17429145.2015.1059957

11. Rico C.M., Peralta-Videa J.R., GardeaTorresday J.L. Differential effect of cerium oxide nanoparticles on rice, wheat and barley root: a Fourier transform infrared (FT-IR) spectroscopy // Applied Spectroscopy. 2015. Vol. 69. Issue 2. P. 287–295. https://doi.org/10.1366/14-07495

12. Chu H.-L., Lu T.-Y., Lin S.-Y. Effect of cyanide concentration on the secondary structures f protein in the crude homogenates of the fish gill tissue // Aquatic Toxicology. 2001. Vol. 55. Issue 3-4.P. 171–176. https://doi.org/10.1016/s0166-445x(01)00177-1

13. Yang J., Yen H. Early salt stress effect on the changes in chemical composition in leaves of Ice plant and Arabidopsis. A Fourier transform infrared spectroscopy study // Plant Physiology. 2002. Vol. 130. P. 1032–1042.

14. Mouille G., Robin S., Lecomte M., Pagant S., Hofte H. Classification and identification of Arabidopsis cell wall mutants using Fourier-transform infrared (FTIR) microspectroscopy // The Plant Journal. 2003. Vol. 35. Issue 3. P. 393–404. https://doi.org/10.1046/j.1365-313X.2003.01807.x

15. Gorgulu S.T., Dogan M., Severcan F. The characterization and differentiation of higher plants by Fourier transformed infrared spectroscopy // Applied Spectroscopy. 2007. Vol. 61. Issue 3. P. 300– 308. https://doi.org/10.1366/000370207780220903

16. Chapados C., Lemieux S., Carpentier R. Protein and chlorophyll in photosystem II probed by infrared spectroscopy // Biophysical Chemisery. 1991. Vol. 39. Issue 3. P. 225–239. https://doi.org/10.1016/0301-4622(91)80001-8

17. Антонов В.И., Ягодин В.И. Спектральные характеристики препаратов хлорофилла из еловой древесной зелени // Химия растительного сырья. 2006. N 2. С. 47–49.

18. Crisan M., Grozav M., Kurunczi L., Ilia G., Bertea C.M. Inhibitory effect of some synthetic monoethanolamine salt of para-substituted benzoic acids and corresponding benzoic acids on cucumber seed germination // Journal of Plant Interactions. 2007. Vol. 2. P. 53–61. https://doi.org/10.1080/17429140701422496

19. Guikema J., Freeman L., Fleming E.Y. Effect of gabaculine on pigment biosynthesis in normal and nutrient deficient cell of Anacystis nidulans // Plant Physiology. 1986. Vol. 82. Issue 1. P. 280–284. https://doi.org/10.1104/pp.82.1.280