Исследование роли фоторецепторов у Arabidopsis thaliana в регуляции процесса state transitions

Первичное построение фотосинтетического аппарата растений происходит в процессе фотоморфогенеза. Важнейшую роль в инициации и регуляции фотоморфогенеза играют белки-фоторецепторы красного/дальнекрасного (фитохромы) и синего (криптохромы) света. Возбужденные молекулы фитохромов и криптохромов способны взаимодействовать с транскрипционными факторами, изменяя экспрессию ядерных генов, кодирующих белки фотосинтетического аппарата растений. Поскольку свет является непостоянным, вариабельным фактором, растения выработали соответствующие адаптационные механизмы, в частотности, для защиты своего фотосинтетического аппарата. Механизм state transitions обеспечивает быструю адаптацию фотосинтетического аппарата, направленную на повышение эффективности адсорбции света при имеющихся условиях освещенности, и предотвращение усиленной генерации активных форм кислорода в хлоропластах, способной приводить к фотоокислению и даже гибели клеток. Цель данной работы - выявить роль фоторецепторов - фитохромов А и B, а также криптохромов 1 и 2 в регуляции процесса state transitions у модельного растения Arabidopsis thaliana. В качестве исследуемых объектов использовали мутанты арабидопсиса, несущие дефекты по генам фитохромов А и В, криптохромов 1 и 2. В качестве основного метода исследования был использован «голубой нативный» электрофорез в полиакриламидном геле, который позволяет визуализировать state transitions. В ходе исследований было установлено, что данные фоторецепторы не оказывают прямого влияния на редокс-регуляцию механизма state transitions у арабидопсиса. По-видимому, роль этих фоторецепторов в защите фотосинтетического аппарата от избыточной освещенности заключается не в регуляции state transitions, а реализуется более опосредованно, через регуляцию содержания хлорофиллов, каротиноидов и компонентов антиоксидантной системы.

1. Han X., Tohge T., Lalor P., Dockery P., Devaney N., Esteves-Ferreira A.A., et al. Phytochrome A and B regulate primary metabolism in Arabidopsis leaves in response to light // Frontiers in Plant Science. 2017. Vol. 8. P. 1394. https://doi.org/10.3389/fpls.2017.01394

2. Paik I., Huq E. Plant photoreceptors: Multifunctional sensory proteins and their signaling networks // Seminars in Cell and Developmental Biology. 2019. Vol. 92. P. 114-121. https://doi.org/10.1016/j.semcdb.2019.03.007

3. Ma D., Li X., Guo Y., Chu J., Fang S., Yan C., et al. Cryptochrome 1 interacts with PIF4 to regulate high temperature-mediated hypocotyl elongation in response to blue light // PNAS. 2016. Vol. 113. Issue 1. P. 224-229. https://doi.org/10.1073/pnas.1511437113

4. Kreslavski V.D., Los D.A., Schmitt F.-J., Zharmukhamedov S.K., Kuznetsov V.V., Allakhverdiev S.I. The impact of the phytochromes on photosynthetic processes // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics. 2018. Vol. 1859. Issue 5. P. 400-408. https://doi.org/10.1016/j.bbabio.2018.03.003

5. Colombo M., Suorsa M., Rossi F., Ferreri R., Tadini L., Barbato R., et al. Photosynthesis control: an underrated short-term regulatory mechanism essential for plant viability // Plant Signaling & Behavior. 2016. Vol. 11. Issue 4. e1165382 (6 p.). https://doi.org/10.1080/15592324.2016.1165382

6. Dietzel L., Brautigam K., Pfannschmidt T. Photosynthetic acclimation: state transitions and adjustment of photosystem stoichiometry-functional relationships between short-term and long-term light quality acclimation in plants // FEBS Journal. 2008. Vol. 275. Issue 6. P. 1080-1088. https://doi.org/10.1111/j.1742-4658.2008.06264.x

7. Caffarii S.A., Tibiletti T., Jennings R., Santabarbara S. A comparison between plant photosystem I and photosystem II architecture and functionning // Current Protein and Peptide Science. 2014. Vol. 15. Issue 4. P. 296-331. https://doi.org/10.2174/1389203715666140327102218

8. Wunder T., Liu Q., Aseeva E., Bonardi V., Leister D., Pribil M. Control of STN7 transcript abundance and transient STN7 dimerisation are involved in the regulation of STN7 activity // Planta. 2013. Vol. 237. Issue 2. P. 541-558. https://doi.org/10.1007/s00425-012-1775-y

9. Rochaix J.-D., Lemeille S., Shapiguzov A., Samol I., Fucile G., Willig A., et al. Protein kinases and phosphatases involved in the acclimation of the photosynthetic apparatus to a changing light environment // Philosophical Transactions of the Royal Society B. Biological Sciences. 2012. Vol. 367. Issue 1608. P. 3466-3474. https://doi.org/10.1098/rstb.2012.0064

10. Verdaguer D., Jansen M.A.K., Llorens L., Morales L.O., Neugart S. UV-A radiation effects on higher plants: exploring the known unknown // Plant Science. 2017. Vol. 255. P. 72-81. https://doi.org/10.1016/j.plantsci.2016.11.014

11. Kreslavski V.D., Lyubimov V.Yu., Shirshiko-va G.N., Shmarev A.N., Kosobryukhov A.A., Schmitt F.J., et al. Preillumination of lettuce seedlings with red light enhances the resistance of photosynthetic apparatus to UV-A // Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology. 2013. Vol. 122. P. 1-6. https://doi.org/10.1016/j.jphotobiol.2013.02.016

12. Khudyakova A.Yu., Kreslavski V.D., Shirshikova G.N., Zarmukhamedov S.K., Kosobryukhov A.A., Allakhverdiev S.I. Resistance of Arabidopsis thaliana L. photosynthetic apparatus to UV-B is reduced by deficit of phytochromes B and A // Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology. 2017. Vol. 169. P. 41-46. https://doi.org/10.1016/j.photobiol.2017.02.024

13. Aronsson H., Jarvis P. A simple method for isolating import-competent Arabidopsis chloroplasts // FEBS Letters. 2002. Vol. 529. Issue 2-3. P. 215220. https://doi.org/10.1016/s0014-5793(02)03342-2

14. Pribil M., Pesaresi P., Hertle A., Barbato R., Leister D. Role of plastid protein phosphatase TAP38 in LHCII dephosphorylation and thylakoid electron flow // PLoS Biology. 2010. Vol. 8. Issue 1. e1000288 (12 p.). https://doi.org/10.1371/journal.pbio.1000288

15. Nijtmans G.J., Henderson N.S., Holt I.J. Blue native electrophoresis to study mitochondrial and other protein complexes // Methods. 2002. Vol. 26. Issue 4. P. 327-334. https://doi.org/10.1016/S1046-2023(02)00038-5

16. Ni Z., Kim E.-D., Ha M., Lackey E., Liu J., Zhang Y., et al. Altered circadian Rhythms regulate growth vigour in hybrids and allopolyploids // Nature. 2009. Vol. 457. Issue 7227. P. 327-331. https://doi.org/10.1038/nature07523

17. Wunder T., Liu Q., Aseeva E., Bonardi V., Leister D., Pribil M. Control of STN7 transcript abundance and transient STN7 dimerisation are involved in the regulation of STN7 activity // Planta. 2013. Vol. 237. P. 541-558. https://doi.org/10.1007/s00425-012-1775-y

18. Fey V., Wagner R., Brautigam K., Wirtz M., Hell R., Dietzmann A., et al. Retrograde plastid redox signals in the expression of nuclear genes for chloroplast proteins of Arabidopsis thaliana // The Journal of Biological Chemistry. 2005. Vol. 280. Issue 7. P. 5318-5328. https://doi.org/10.1074/jbc.M406358200

19. Carvalho R.F., Campos M.L., Azevedo R.A. The role of phytochrome in stress tolerance // Journal of Integrative Plant Biology. 2011. Vol. 53. Issue 12. P. 920-929. https://doi.org/10.1111/j.1744-79 09.2011.01081.x

20. Kreslavski V.D., Kosobryukhov A.A., Schmitt F.-J., Semenova G.A., Shirshikova G.N., Khudyako-va A.Y., et al. Photochemical activity and the structure of chloroplasts in Arabidopsis thaliana L. mutants deficient in phytochrome A and B // Protoplasma. 2017. Vol. 254. Issue 3. P. 1283-1293. https://doi.org/10.1007/s00709-016-1020-9

21. Casal J.J. Photoreceptor signaling networks in plant responses to shade // Annual Review of Plant Biology. 2013. Vol. 64. P. 403-427. https://doi.org/10.1146/annurev-arplant-050312-120221

22. Rusaczonek A., Czarnocka W., Kacprzak S., Witon D., Slesak I., Szechynska-Hebda M., et al. Role of phytochromes A and B in the regulation of cell death and acclimatory responses to UV stress in Arabidopsis thaliana // Journal of Experimental Botany. 2015. Vol. 66. Issue 21. P. 6679-6695. https://doi.org/10.1093/jxb/erv375