Митохондриальный комплексом этиолированных побегов гороха

Изучение митохондриальных комплексомов в различных организмах дает представление о нативной организации белков и метаболических путей в органеллах конкретного изучаемого объекта. Понятие «комплексом» появилось относительно недавно и характеризует протеом белковых комплексов, суперкомплексов и олигомерных белков. Анализ комплексома проводится с помощью современных электрофоретических и масс-спектрометрических методов, в частности, путем двумерного электрофореза (2D BN/SDS-PAGE) в сочетании с массспектрометрией (MALDI-TOF MS). Данный подход расширяет возможности изучения протеома органелл, поскольку, в отличие от двумерного 2D IEF/SDS-PAGE, позволяет анализировать не только гидрофильные белки матрикса митохондрий, но и мембранные белки и их ассоциации. В настоящей работе впервые при помощи 2D BN/SDS-PAGE с последующей MALDI-TOF MS был изучен комплексом этиолированных побегов гороха. С этой целью было проанализировано 145 белковых пятен, вырезанных из геля, и идентифицировано 110 полипептидов, которые отнесены к различным функциональным группам. Денситометрический анализ показал, что мажорной группой белков являются ферменты энергетической системы митохондрий (1), на долю которых приходится в среднем 43% содержания всех полипептидов. Остальные 57% главным образом распределены между следующими функциональными категориями: пируватдегидрогеназный комплекс и цикл трикарбоновых кислот (2); аминокислотный метаболизм (3); процессинг нуклеиновых кислот (4); фолдинг белка (5); антиоксидантная защита (6); белки-транспортеры (7); другие белки (8); белки с неизвестными функциями (9). Полученные данные указывают на комплексную организацию протеома гороха. Обнаружено, что не только ферменты системы ОКСФОС формируют надмолекулярные структуры, но и белки других функциональных категорий. Предполагается, что присутствие белков других компартментов клетки может свидетельствовать о взаимодействии митохондрий с ферментами или структурами соответствующих органелл. В целом полученные данные по комплексому гороха представляют собой своеобразный «паспорт» митохондрий, в котором отражено нативное состояние протеома органелл, соответствующее их физиологическому статусу.

1. Millar A. H., Heazlewood J. L., Kristensen B. K., Braun H.-P., Møller I. M. The plant mitochondrial proteome // Trends in Plant Science. 2005. Vol. 10, no. 1. P. 36–43. https://doi.org/10.1016/j.tplants.2004.12.002.

2. Salvato F., Havelund J. F., Chen M., Rao R. S. P., Rogowska-Wrzesinska A., Jensen O. N., et al. The potato tuber mitochondrial proteome // Plant Physiology. 2014. Vol. 164, no. 2. P. 637–653. https://doi.org/10.1104/pp.113.229054.

3. Morgenstern M., Stiller S. B., Lübbert P., Peikert C. D., Dannenmaier S., Drepper F., et al. Definition of a high-confidence mitochondrial proteome at quantitative scale // Cell reports. 2017. Vol. 19, no 13. P. 2836–2852. https://doi.org/10.1016/j.celrep.2017.06.014.

4. Pagliarin D. J., Calvo S. E., Chang B., Sheth S. A., Vafai S. B., Ong S.-E., et al. A mitochondrial protein compendium elucidates complex I disease biology // Cell. 2008. Vol. 134, no. 1. P. 112–123. https://doi.org/10.1016/j.cell.2008.06.016.

5. Dubinin J., Braun H.-P., Schmitz U., Colditz F. The mitochondrial proteome of the model legume Medicago truncatula // Biochimica et Biophysica Acta. Proteins and Proteomics. 2011. Vol. 1814, no. 12. P. 1658–1668. https://doi.org/10.1016/j.bbapap.2011.08.008.

6. Senkler J., Senkler M., Eubel H., Hildebrandt T., Lengwenus C., Schertl P., et al. The mitochondrial complexome of Arabidopsis thaliana // The Plant Journal. 2017. Vol. 89, no. 6. P. 1079–1092. https://doi.org/10.1111/tpj.13448.

7. Rode C., Senkler M., Klodmann J., Winkelmann T., Braun H. P. GelMap-a novel software tool for building and presenting proteome reference maps // Journal of Proteomics. 2011. Vol. 74, no. 10. P. 2214–2219. https://doi.org/10.1016/j.jprot.2011.06.017.

8. Ukolova I. V., Kondakova M. A., Kondratov I. G., Sidorov A. V., Borovskii G. B., Voinikov V. K. New insights into the organisation of the oxidative phosphorylation system in the example of pea shoot mitochondria // Biochimica et Biophysica Acta. Bioenergetics. 2020. Vol. 1861, no. 11. Art. 148264. https://doi.org/10.1016/j.bbabio.2020.148264.

9. Sunderhaus S., Eubel H., Braun H. P. Two-dimensional blue native/blue native polyacrylamide gel electrophoresis for the characterization of mitochondrial protein complexes and supercomplexes // Methods in Molecular Biology. 2007. Vol. 372. P. 315– 324. https://doi.org/10.1007/978-1-59745-365-3_23.

10. Wittig I., Schägger H. Electrophoretic methods to isolate protein complexes from mitochondria // Methods in Cell Biology. 2007. Vol. 80. P. 723–741. https://doi.org/10.1016/S0091-679X(06)80033-6.

11. Taylor N. L., Heazlewood J. L., Day D. A., Millar A. H. Differential impact of environmental stresses on the pea mitochondrial proteome // Molecular and Cellular Proteomics. 2005. Vol. 4, no. 8. P. 1122–1133. https://doi.org/10.1074/mcp.M400210-MCP200.

12. Schlame M. Protein crowding in the inner mitochondrial membrane // Biochimica et Biophysica Acta. Bioenergetics. 2021. Vol. 1862, no. 1. Art. 148305. https://doi.org/10.1016/j.bbabio.2020.148305.

13. Sumegi B., Srere P. A. Complex I binds several mitochondrial NAD-coupled dehydrogenases // The Journal of Biological Chemistry. 1984. Vol. 259, no. 24. P. 15040–15045.

14. Zhang Y., Beard K. F. M., Swart C., Bergmann S., Krahnert I., Nikoloski Z., et al. Protein-protein interactions and metabolite channelling in the plant tricarboxylic acid cycle // Nature Communications. 2017. Vol. 8. Art. 15212. https://doi.org/10.1038/ncomms15212.

15. Diez T. A., Wurtele E. S., Nikolau B. J. Purification and characterization of 3-methylcrotonylcoenzyme-A carboxylase from leaves of Zea mays // Archives of Biochemistry and Biophysics. 1994. Vol. 310, no. 1. P. 64–75. https://doi.org/10.1006/abbi.1994.1141.

16. Pemberton T. A., Srivastava D., Sanyal N., Henzl M. T., Becker D. F., Tanner J. J. Structural studies of yeast Δ(1)-pyrroline-5-carboxylate dehydrogenase (ALDH4A1): active site flexibility and oligomeric state // Biochemistry. 2014. Vol. 53, no. 8. P. 1350–1359. https://doi.org/10.1021/bi500048b.

17. Schmitz-Linneweber C., Lampe M.-K., Sultan L. D., Ostersetzer-Biran O. Organellar maturases: A window into the evolution of the spliceosome // Biochimica et Biophysica Acta. Bioenergetics. 2015. Vol. 1847, no. 9. P. 798–808. https://doi.org/10.1016/j.bbabio.2015.01.009.

18. Pfanner N., Warscheid B., Wiedemann N. Mitochondrial proteins: from biogenesis to functional networks // Nature Reviews. Molecular Cell Biology. 2019. Vol. 20, no. 5. P. 267–284. https://doi.org/10.1038/s41580-018-0092-0.

19. Klodmann J., Senkler M., Rode C., Braun H. P. Defining the protein complex proteome of plant mitochondria // Plant Physiology. 2011. Vol. 157, no. 2. P. 587–598. https://doi.org/10.1104/pp.111.182352.

20. Kiirika L. M., Behrens C., Braun H. P., Col-ditz F. The mitochondrial complexome of Medicago truncatula // Frontiers in Plant Science. 2013. Vol. 4. Art. 84. https://doi.org/10.3389/fpls.2013.00084.

21. Nury H., Dahout-Gonzalez C., Trézéguet V., Lauquin G., Brandolin G., Pebay-Peyroula E. Structural basis for lipid-mediated interactions between mitochondrial ADP/ATP carrier monomers // FEBS Letters. 2005. Vol. 579, no. 27. P. 6031–6036. https://doi.org/10.1016/j.febslet.2005.09.061.

22. Mamaev D. V., Aliverdieva D. A., Bondarenko D. I., Sholtz K. F. Study of active site topography of rat liver mitochondrial dicarboxylate transporter using lipophilic substrate derivatives // Biochemistry (Moscow). 2006. Vol. 71, no. 7. P. 800–809. https://doi.org/10.1134/s0006297906070133.

23. Kunji E. R. S., Ruprecht J. J. The mitochondrial ADP/ATP carrier exists and functions as a monomer // Biochemical Society Transactions. 2020. Vol. 48, no. 4. P. 1419–1432. https://doi.org/10.1042/BST20190933.

24. Graham J. W., Williams T. C. R., Morgan M., Fernie A. R., Ratcliffe R. G., Sweetlove L. J. Glycolytic enzymes associate dynamically with mitochondria in response to respiratory demand and support substrate channeling // Plant Cell. 2007. Vol. 19, no. 11. P. 3723–3738. https://doi.org/10.1105/tpc.107.053371.