Накопление антоцианов и фенольных кислот и антиоксидантная активность некоторых сортов салата, выращенных в открытом грунте и методом гидропоники

Целью исследования является определение уровня накопления антоцианов и фенольных кислот в листьях некоторых сортов салата, выращенных в условиях открытого грунта и гидропоники, определение антиоксидантной активности. Растительный материал экстрагировали настаиванием в избранном экстрагенте (оставляли на ночь). Концентрацию антоцианов определяли спектрофотометрическим методом, а видовой состав антоцианов и фенольных соединений – методом обращенно-фазовой высокоэффективной жидкостной хроматографии. Показано, что антоцианы экстрактов всех краснолистных сортов салата представлены в основном цианидин-3-(6″-малонилглюкозидом) с небольшими добавками его изомера – цианидин-3-(3″- малонилглюкозида). Наивысший уровень накопления антоцианов обнаружен в листьях салата сорта Туринус – до 0,200 г на 100 г свежего продукта для интенсивно окрашенных частей листьев. При этом выращивание салатов в условиях теплицы (на гидропонике) приводит к значительному снижению концентрации антоцианов в листьях. Установлено, что при сушке листьев потери антоцианов могут превышать 50%. Кроме антоцианов, важными водорастворимыми соединениями и антиоксидантами являются производные кофейной кислоты – хлорогеновая (5- кофеоилхинная) кислота, 5CQA, цикориевая (3,4-дикофеоилвинная) кислота и 3,5-дикофеолихинная кислота. Уровень накопления 5CQA оказался наивысшим – 140 мг на 100 г свежей массы (сорт Туринус красный). Антиоксидантные свойства, коррелирующиеся с уровнем накопления антоцианов, определяли по методу Фолина–Чокальтеу. Выявлено, что салаты краснолистных сортов обладают большей антиоксидантной активностью по сравнению с зеленолистными сортами, поэтому представляют собой более ценные и функциональные продукты питания. Показано, что для получения высококачественной продукции при выращивании методом гидропоники в тепличных хозяйствах следует разработать систему дополнительной подсветки для усиления биосинтеза антоцианов.

1. Medina-Lozano I., Bertolín J. R., Díaz A. Nutritional value of commercial and traditional lettuce (Lactuca sativa L.) and wild relatives: Vitamin C and anthocyanin content // Food Chemistry. 2021. Vol. 359. P. 129864. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2021.129864.

2. Křístková E., Doležalová I., Lebeda A., Vinter V., Novotná A. Description of morphological characters of lettuce (Lactuca sativa L.) genetic resources // Horticultural Science (Prague). 2008. Vol. 35. P. 113–129. https://doi.org/10.17221/4/2008-HORTSCI.

3. Zohary D. The wild genetic resources of cultivated lettuce (Lactuca saliva L.) // Euphytica. 1991. Vol. 53. P. 31–35. https://doi.org/10.1007/BF00032029.

4. Gazula A., Kleinbenz M. D., Scheerence J. C., Ling P. P. Anthocyanin levels in nine lettuce (Lactuca sativa) cultivars: influence of planting date and relations among analytic, instrumented, and visual assessments of color // HortScience. 2007. Vol. 42, no. 2. P. 232–238. https://doi.org/10.21273/HORT SCI.42.2.232.

5. Lee M.-J., Son J. E., Oh M.-M. Growth and phenolic compounds of Lactuca sativa L. grown in a closed-type plant production system with UV-A, -B, or -C lamp // Journal of the Science of Food and Agriculture. 2014. Vol. 94, no. 2. P. 197–204. https:// doi.org/10.1002/jsfa.6227.

6. Tsormpatsidis E., Henbest R. G. C., Battey N. H., Hadley P. The influence of ultraviolet radiation on growth, photosynthesis and phenolic levels of green and red lettuce: potential for exploiting effects of ultraviolet radiation in a production system // Annals of Applied Biology. 2010. Vol. 156, no. 3. P. 357–366. https://doi.org/10.1111/j.1744-7348.2010.00393.x.

7. Eichholz I., Förster N., Ulrichs C., Schreiner M., Huyskens-Keil S. Survey of bioactive metabolites in selected cultivars and varieties of Lactuca sativa L. under water stress // Journal of Applied Botany and Food Quality. 2014. Vol. 87. P. 265–273. https://doi.org/10.5073/JABFQ.2014.087.037.

8. Mampholo B. M., Maboko M. M., Soundy P., Sivakumar D. Phytochemicals and overall quality of leafy lettuct (Lactuca sativa L.) varieties grown in closed hydroponic system // Journal of Food Quality. 2016. Vol. 39. P. 805–815. https://doi.org/10.1111/jfq.12234.

9. Zhou W., Chen Y., Xu H., Liang X., Hu Y., Jin C., et al. Short-term nitrate limitation prior to harvest improves phenolic compound accumulation in hydroponic-cultivated lettuce (Lactuca sativa L.) without reducing shoot fresh weight // Journal of Agricultural and Food Chemistry. 2018. Vol. 66. P. 10353– 10361. https://doi.org/10.1021/acs.jafc.8b02157.

10. Sularz O., Smoleń S., Koronowicz A., Kowalska I., Leszczyńska N. Chemical composition of lettuce (Lactuca sativa L.) biofortified with iodine by KIO3, 5-Iodo-, and 3.5-diiodosalicylic acid in a hydroponic cultivation // Agronomy. 2020. Vol. 10, no. 7. P. 1022. https://doi.org/10.3390/agronomy10071022.

11. Mulabagal V., Ngouajio M., Nair A., Zhang Y., Gottumukkala A. L., Nair M. G. In vitro evaluation of red and green lettuce (Lactuca sativa) for functional food properties // Food Chemistry. 2010. Vol. 118, no. 2. P. 300–306. https://doi.org/10.1016/j. foodchem.2009.04.119.

12. Romani A., Pinelli P., Galardi C., Sani G., Cimato A., Heimler D. Polyphenols in greenhouse and open-air-grown lettuce // Food Chemistry. 2002. Vol. 79, no. 3. P. 337–342. https://doi.org/10.1016/ S0308-8146(02)00170-X.

13. Giusti M. M., Wrolstad R. E. Characterization and measurement of anthocyanins by UV-visible spectroscopy // Current Protocols in Food Analytical Chemistry. 2001. F1.2.1–F1.2.13. https:// doi.org/10.1002/0471142913.faf0102s00.

14. Дейнека В. И., Сидоров А. Н., Дейнека Л. А. Определение антоцианов оберток пурпурной кукурузы // Журнал аналитической химии. 2016. Т. 71. N 11. С. 1203–1208. https://doi.org/10.7868/ S0044450216110049.

15. Kupina S., Fields C., Roman M. C., Brunelle S. L. Determination of total phenolic content using the Folin-C assay: single-laboratory validation, first action 2017.13 // Journal of AOAC International. 2018. Vol. 101, no. 5. P. 1466–1472. https://doi. org/10.5740/jaoacint.18-0031.

16. Chen J., Yang J., Ma L., Li J., Shahzad N., Kim C. K. Structure-antioxidant activity relationship of methoxy, phenolic hydroxyl, and carboxylic acid groups of phenolic acids // Scientific Reports. 2020. Vol. 10. Article number 2611. https://doi.org/10.10 38/s41598-020-59451-z.

17. Brown P. N., Chan M., Paley L., Betz J. M. Determination of major phenolic compounds in Echinacea spp. raw materials and finished products by high-performance liquid chromatography with ultraviolet detection: single-laboratory validation matrix extension // Journal of AOAC International. 2011. Vol. 94, no. 5. P. 1400–1410. https://doi.org/ 10.5740/jaoacint.11-142.

18. Lima J. P., Farah A., King B., de Paulis T., Martin P. R. Distribution of major chlorogenic acids and related compounds in brazilian green and toasted Ilex paraguariensis (Maté) leaves // Journal of Agricultural and Food Chemistry. 2016. Vol. 64. P. 2361– 2370. https://doi.org/10.1021/acs.jafc.6b00276.

19. Materska M., Olszowka K., Chilczuk B., Stochmal A., Pecio Ł., Pacholczyk-Sienicka B., et al. Polyphenolic profiles in lettuce (Lactuca sativa L.) after CaCl2 treatment and cold storage // European Food Research and Technology. 2019. Vol. 245. P. 733– 744. https://doi.org/10.1007/s00217-018-3195-0.

20. Ribas-Agustí A., Gratacós-Cubarsí M., Sárraga C., García‐Regueiro J.-A., Castellari M. Analysis of eleven phenolic compounds including novel pcoumaroyl derivatives in lettuce (Lactuca sativa L.) by ultra–high–performance liquid chromatography with photodiode array and mass spectrometry detection // Phytochemical Analysis. 2011. Vol. 22, no. 6. P. 555– 563. https://doi.org/10.1002/pca.1318.