ОПРЕДЕЛЕНИЕ САКСИТОКСИНА МЕТОДОМ ВЭЖХ-МС С ПРЕДКОЛОНОЧНОЙ ДЕРИВАТИЗАЦИЕЙ 2,4-ДИНИТРОФЕНИЛГИДРАЗИНОM

В настоящей работе предложен оригинальный метод определения сакситоксина (STX) основанный на его выделении из цианобактериальной биомассы путем экстракции 0,05 М уксусной кислотой, дериватизации 2,4-динитрофенилгидразином (DNPH) и последующем анализе производного методом ВЭЖХ-МС. Дериватизация проводилась в смеси ацетонитрил-трифторуксусная кислота (98,5:1,5 об./об.) при 65 °С; период полупревращения составляет ~ 3,6 ч. Разработанный метод был применен для анализа природных цианобактериальных образцов, а также культивированного штамма Nostoc Pruniforme. Детектирование гидразона сакситоксина проводилось путем измерения полного ионного тока и последующего экстрагирования ионного тока при m/z 462,15 ± 0,1. Дериватизация 2,4-динитро-фенигидразином осложнена образованием двух стереоизомеров, E и Z, которые дают два отдельных пика при ВЭЖХ. Выполненные нами квантово-химические расчеты показывают, что в случае сакситоксина образуется только один Z-изомер вследствие стерического фактора и, следовательно, только один хроматографический пик гидразона сакситоксина наблюдается на хроматограмме. Для предложенного метода получены следующие метрологические характеристики: предел определения - 20 нг/г (сухая биомасса), повторяемость - 4%, внутрилабораторная прецезионность - ±7%.

цианобактерии, сакситоксин, дериватизация, ВЭЖХ-МС

1. Wiese M, D’Agostino P.M., Mihali T.C., Moffitt M.C., Neilan B.A. Neurotoxic alkaloids: saxitoxin and its analogs. Marine Drugs. 2010, vol. 8, pp. 2185-2211. DOI:10.3390/md8072185.

2. Isbister G.K., Kiernan M.C. Neurotoxic marine poisoning. Lancet Neurol. 2005, vol. 4, pp. 219-228. DOI:10.1016/S1474-4422(05)70041-7.

3. Grattan L.M., Holobaugh S., Morris J.G. Harmful algal blooms and public health. Harmful algae. 2016, vol. 57, pp. 2-8. DOI:10.1016/j.hal. 2016.05.003.

4. Kaushik R., Balasubramanian R. Methods and approaches used for detection of cyanotoxins in environmental samples: A review. Crit Rev Environ Sci Technol. 2013, vol. 43, pp. 1349-1383. DOI:10.1080/10643389.2011.644224.

5. Rodrıguez I., Vieytes M.R., Alfonso A. Analytical challenges for regulated marine toxins. Detection methods. Curr Opin Food Sci. 2017, vol. 18, pp. 29-36. DOI:10.1016/j.cofs.2017.10.008.

6. [AOAC] Association of official agricultural chemists. Quantitative determination of paralytic shellfish poisoning toxins in shellfish using pre-chromatographic oxidation and liquid chromatography with fluorescence detection. AOAC Official Method 2005.06.

7. [AOAC] Association of official agricultural chemists. Paralytic shellfish toxins in mussels, clams, oysters, and scallops. post-column oxidation (PCOX) method. AOAC Official Method 2011.02.

8. Boundy M.J., Selwooda A.I., Harwooda D.T., McNabba P.S., Turner A.D. Development of a sensitive and selective liquid chromatography-mass spectrometry method for high throughput analysis of paralytic shellfish toxins using graphitised carbon solid phase extraction. J Chromatogr A. 2015, vol. 1387, pp. 1-12. DOI:10.1016/j.chroma.2015.01.086.

9. Bragg W.A., Lemirea S.W., Colemanb R.M., Hamelina E.I., Johnson R.C. Detection of human exposure to saxitoxin and neosaxitoxin in urine by online-solid phase extraction-liquid chromatography-tandem mass spectrometry. Toxicon. 2015, vol. 99, pp. 118-124. DOI:10.1016/j.toxi-con.2015.03.017.

10. Xu X., Huang B., Xu J., Cai Z., Zhang J., Chen Q., Han J. Fast and quantitative determi-nation of saxitoxin and neosaxitoxin in urine by ultra-performance liquid chromatography-triple quadrupole mass spectrometry based on the cleanup of solid phase extraction with hydrophilic interaction mechanism. J Chromatogr B. 2018, vol. 1072, pp. 267-272. DOI:10.1016/j.jch-romb.2017.11.032.

11. Schantz E.J., Ghazarossian V.E., Schnoes H.K., Strong F.M., Springer J.P., Pezzanite J.O., Clardy J. Structure of saxitoxin. J Am Chem Soc. 1975, vol. 97, no. 5, pp. 1238-1239. DOI:10.1021/ja00838a045.

12. Strichartz G. Structural determinants of the affinity of saxitoxin for neuronal sodium channels. J Gen Physiol. 1984, vol. 84, pp. 281-305.

13. Brady O.L., Elsmie G.V. The use of 2:4-dinitrophenylhydrazine as a reagent for aldehydes and ketones. Analyst. 1926, vol. 51(599), pp. 77-78. DOI:10.1039/AN9265100077.

14. Nishikawa N., Sakai T. Derivatization and chromatographic determination of aldehydes in gaseous and air samples. J Chromatogr A. 1995, vol. 710, pp. 159-165. DOI:10.1016/0021-9673(94) 01006-Z.

15. Uchiyama S., Inaba Y., Kunugita N. Derivatization of carbonyl compounds with 2,4-dinitrophenylhydrazine and their subsequent determination by high-performance liquid chromatography. J Chromatogr B. 2011, vol. 879, pp. 1282-1289. DOI:10.1016/j.jchromb.2010.09.028.

16. Kadam S.S., Tambe S.T., Grampurohit N.D., Gaikwad D.D. Review article on: chemical importance of Brady’s reagent. IJRPC. 2012, vol. 2, pp. 1086-1092.

17. Szulejko J.E., Kim K. Derivatization techniques for determination of carbonyls in air. Trends in Analytical Chemistry. 2015, vol. 64, pp. 29-41. DOI:10.1016/j.trac.2014.08.010.

18. Dionex Application Note 97. Determination of carbonyl compounds by reversed-phase high-performance liquid chromatography. 2001.

19. Kim, In S., Nguyen, Giang-Huong, Kim, Sung-Youn, Lee, Jin-Wook, Yu, Hye-Weon. Evaluation of Methods for Cyanobacterial Cell Lysis and Toxin (Microcystin-LR) Extraction Using Chromatographic and Mass Spectrometric Analyses. Environ. Eng. Res. 2009, vol. 14, pp. 250-254.