Нативная организация альтернативных НАД(Ф)Н-дегидрогеназ NDA и NDB в митохондриях этиолированных проростков гороха

Многочисленные биохимические и структурные исследования нативной организации системы окислительного фосфорилирования в митохондриях различных эукариотических организмов убедительно показали, что дыхательные комплексы могут ассоциировать друг с другом с образованием структур более высокого порядка, называемых суперкомплексами. Растительные митохондрии отличаются более сложной организацией дыхательной цепи в связи с присутствием целого ряда альтернативных оксидоредуктаз. Считается, что эти ферменты физически не взаимодействуют с ферментами цитохромного пути. Однако имеющиеся литературные данные, полученные на митохондриях дрожжей, указывают на возможность такой ассоциации. В связи с этим целью исследования явилось изучение нативной организации альтернативных НАД(Ф)Н-дегидрогеназ NDA и NDB в растительных митохондриях. В работе использовали 6-суточные этиолированные проростки гороха. При помощи комбинированного использования методов 2D BN/SDS-PAGE и иммунохимии обнаружено, что в органеллах гороха основная часть популяций альтернативных НАД(Ф)Н-дегидрогеназ NDA и NDB входит в состав надструктур с массами 700, 780 и 900 кДа. Дополнительно NDA детектируется в области 1480 и 1600 кДа, а NDB – 1330, 340 и 100–120 кДа. Анализ субъединичных профилей выявленных ассоциаций и колориметрическая детекция АТФ-азной активности в 1D BN-геле позволяют предположить, что мажорная часть популяций NDA и NDB, идентифицированных при помощи имеющихся антител, связана с АТФ-синтазой и находится в виде гетерогенной популяции АТФ-синтасом с предполагаемым составом NDA₂/NDB₂Va/b_1-2. Остальная часть ферментов, по-видимому, входит в состав суперкомплексов NDA₂/NDB₂III₂IV и NDA₂IV₁Va₂. Физиологическое значение ассоциации альтернативных НАД(Ф)Н-дегидрогеназ с АТФ-синтазой требует дальнейшего изучения.

1. Cogliati S., Cabrera-Alarcón J.L., Enriquez J.A. Regulation and functional role of the electron transport chain supercomplexes // Biochemical Society Transactions. 2021. Vol. 49, no. 6. P. 2655–2668. DOI: 10.1042/BST20210460.

2. Kohler A., Barrientos A., Fontanesi F., Ott M. The functional significance of mitochondrial respiratory chain supercomplexes // EMBO Reports. 2023. Vol. 24, no. 11. P. e57092. DOI: 10.15252/embr.202357092.

3. Kühlbrandt W. Structure and mechanisms of F-type ATP synthases // Annual Review of Biochemistry. 2019. Vol. 88. P. 515–549. DOI: 10.1146/annurev-biochem-013118-110903.

4. Ukolova I.V. The subcompartmented oxphosomic model of the phosphorylating system organization in mitochondria // Вавиловский журнал генетики и селекции. 2021. Т. 25. N 7. С. 778–786. DOI: 10.18699/VJ21.089. EDN: VRUFFV.

5. Møller I.M., Rasmusson A.G., Van Aken O. Plant mitochondria – past, present and future // The Plant Journal. 2021. Vol. 108, no. 4. P. 912–959. DOI: 10.1111/tpj.15495.

6. Rasmusson A.G., Geisler D.A., Møller I.M. The multiplicity of dehydrogenases in the electron transport chain of plant mitochondria // Mitochondrion. 2008. Vol. 8, no. 1. P. 47–60. DOI: 10.1016/j.mito.2007.10.004.

7. Sweetman C., Waterman C.D., Rainbird B.M., Smith P.M.C., Jenkins C.D., Day D.A., et al. AtNDB2 is the main external NADH dehydrogenase in mitochondria and is important for tolerance to environmental stress // Plant Physiology. 2019. Vol. 181, no. 2. P. 774–788. DOI: 10.1104/pp.19.00877.

8. Гармаш Е.В. Сигнальные пути регуляции экспрессии генов альтернативной оксидазы растений // Физиология растений. 2022. Т. 69. N 1. С. 3–19. DOI: 10.31857/S0015330322010055. EDN: AATESI.

9. Braun H.-P. The Oxidative Phosphorylation system of the mitochondria in plants // Mitochondrion. 2020. Vol. 53. P. 66–75. DOI: 10.1016/j.mito.2020.04.007.

10. Grandier-Vazeille X., Bathany K., Chaignepain S., Camougrand N., Manon S., Schmitter J.M. Yeast mitochondrial dehydrogenases are associated in a supramolecular complex // Biochemistry. 2001. Vol. 40, no. 33. P. 9758–9769. DOI: 10.1021/bi010277r.

11. Guerrero-Castillo S., Vázquez-Acevedo M., González-Halphen D., Uribe-Carvajal S. In Yarrowia lipolytica mitochondria, the alternative NADH dehydrogenase interacts specifically with the cytochrome complexes of the classic respiratory pathway // Biochimica et Biophysica Acta. 2009. Vol. 1787, no. 2. P. 75–85. DOI: 10.1016/j.bbabio.2008.10.008.

12. Matus-Ortega M.G., Cárdenas-Monroy C.A., Flores-Herrera O., Mendoza-Hernández G., Miranda M., González-Pedrajo B., et al. New complexes containing the internal alternative NADH dehydrogenase (Ndi1) in mitochondria of Saccharomyces cerevisiae // Yeast. 2015. Vol. 32, no. 10. P. 629–641. DOI: 10.1002/yea.3086.

13. Senkler J., Senkler M., Eubel H., Hildebrandt T., Lengwenus C., Schertl P., et al. The mitochondrial complexome of Arabidopsis thaliana // The Plant Journal. 2017. Vol. 89, no. 6. P. 1079–1092. DOI: 10.1111/tpj.13448.

14. Ukolova I.V., Kondakova M.A., Kondratov I.G., Sidorov A.V., Borovskii G.B., Voinikov V.K. New insights into the organisation of the oxidative phosphorylation system in the example of pea shoot mitochondria // Biochimica et Biophysica Acta – Bioenergetics. 2020. Vol. 1861, no. 11. P. 148264. DOI: 10.1016/j.bbabio.2020.148264.

15. Schägger H. Blue-native gels to isolate protein complexes from mitochondria // Methods in Cell Biology. 2001. Vol. 65. P. 231–244. DOI: 10.1016/S0091-679X(01)65014-3.

16. Wittig I., Braun H.-P., Schägger H. Blue native PAGE // Nature Protocols. 2006. Vol. 1, no. 1. P. 418–428. DOI: 10.1038/nprot.2006.62.

17. Sabar M., Balk J., Leaver C.J. Histochemical staining and quantification of plant mitochondrial respiratory chain complexes using blue-native polyacrylamide gel electrophoresis // The Plant Journal. 2005. Vol. 44, no. 5. P. 893–901. DOI: 10.1111/j.1365-313X.2005.02577.x.

18. Svensson A.S., Rasmusson A.G. Light-dependent gene expression for proteins in the respiratory chain of potato leaves // The Plant Journal. 2001. Vol. 28, no. 1. P. 73–82. DOI: 10.1046/j.1365-313x.2001.01128.x.

19. Ukolova I.V., Borovskii G.B. OXPHOS organization and activity in mitochondria of plants with different life strategies // International Journal of Molecular Sciences. 2023. Vol. 24, no. 20. P. 15229. DOI: 10.3390/ijms242015229.

20. Кондакова М.А., Уколова И.В., Боровский Г.Б., Войников В.К. Новые суперкомплексы в системе окислительного фосфорилирования митохондрий проростков гороха Pisum sativum L. // Известия вузов. Прикладная химия и биотехнология. 2016. Т. 6. N 3. С. 143–146. DOI: 10.21285/2227-2925-2016-6-3-143-146. EDN: WZQKGF.

21. Rasmusson A.G., Agius S.C. Rotenone-insensitive NAD(P)H dehydrogenases in plants: immunodetection and distribution of native proteins in mitochondria // Plant Physiology and Biochemistry. 2001. Vol. 39, no. 12. P. 1057–1066. DOI: 10.1016/S0981-9428(01)01334-1.

22. Antos-Krzeminska N., Jarmuszkiewicz W. Alternative type II NAD(P)H dehydrogenases in the mitochondria of protists and fungi // Protist. 2019. Vol. 170, no. 1. P. 21–37. DOI: 10.1016/j.protis.2018.11.001.