Экстракт из отработанного соломенного субстрата вешенки – состав, регуляторная и протекторная активность в отношении прорастающих семян пшеницы

Целью проведенного исследования являлось изучение биохимического состава экстракта из отработанного соломенного субстрата вешенки обыкновенной штамма HK-35 (далее – экстракт), а также его регуляторных и протекторных свойств. В составе экстракта выявлено содержание основных органоминеральных компонентов, в том числе массовая доля сухого вещества составила около 2%, из них органическое вещество занимало более 1,5%, зола – менее 0,5%. рН экстракта был слабощелочным. Основными органическими компонентами являлись белки, углеводы (преимущественно редуцирующие сахара) и гуминовые вещества. Калий, кальций и фосфор были наиболее представленными химическими элементами в составе золы. Применение 10%-го экстракта усиливало прорастание семян пшеницы, а использование 100%-го экстракта, напротив, ингибировало их прорастание. Применение 10%-го экстракта усиливало активность супероксиддисмутазы и экспрессию одного из генов SOD-1, не влияло на активность каталазы и содержание транскриптов исследованных генов CAT и POD, но подавляло активность пероксидазы. Культивирование семян с применением 100%-го экстракта не повлияло на активность супероксиддисмутазы, каталазы и содержание транскриптов исследованных генов, но подавляло активность пероксидазы и экспрессию изученного гена POD. В условиях культуры на питательных средах с добавлением 10%-го экстракта масса мицелия Aspergillus niger была меньше более чем в 6 раз, а радиус колоний уменьшался почти в 8 раз. У Alternaria alternata масса была меньше более чем в 7 раз, а радиус колонии был меньше почти в 15 раз относительно контроля.

1. Ruzzi M., Colla G., Rouphael Y. Editorial: Biostimulants in agriculture II: towards a sustainable future // Frontiers in Plant Science. 2024. Vol. 15. P. 1427283. DOI: 10.3389/fpls.2024.1427283.

2. Тарасов С.С., Михалев Е.В., Речкин А.И., Крутова Е.К. Регуляторы роста и развития растений: классификация, природа и механизм действия // Агрохимия. 2023. N 9. С. 65–80. DOI: 10.31857/S0002188123090120. EDN: YUDEAW.

3. Bartucca M.L., Cerri M., Del Buono D., Forni C. Use of biostimulants as a new approach for the improvement of phytoremediation performance – a review // Plants (Basel). 2022. Vol. 11, no. 15. P. 1946. DOI: 10.3390/plants11151946.

4. Rao J.R., Watabe M., Stewart T.A., Millar B.C., Moore J.E. Pelleted organo-mineral fertilisers from composted pig slurry solids, animal wastes and spent mushroom compost for amenity grasslands // Waste Management. 2007. Vol 27, no. 9. P. 1117–1128. DOI: 10.1016/j.wasman.2006.06.010.

5. Chang K.-L., Chen X.-M., Sun J., Liu J., Sun S., Yang Z., et al. Spent mushroom substrate biochar as a potential amendment in pig manure and rice straw composting processes // Environmental Technology. 2017. Vol. 38, no. 13–14. P. 1765–1769. DOI: 10.1080/09593330.2016.1234000.

6. Wan Mahari W.A., Peng W., Nam W.L., Yang H., Lee X.Y., Lee Y.K., et al. A review on valorization of oyster mushroom and waste generated in the mushroom cultivation industry // Journal of Hazardous Materials. 2020. Vol. 400. P. 123156. DOI: 10.1016/j.jhazmat.2020.123156.

7. Monda H., Cozzolino V., Vinci G., Spaccini R., Piccolo A. Molecular characteristics of water-extractable organic matter from different composted biomasses and their effects on seed germination and early growth of maize // Science of the Total Environment. 2017. Vol. 590–591. P. 40–49. DOI: 10.1016/j.scitotenv.2017.03.026.

8. Chen H., Mao L., Zhao N., Xia C., Liu J., Kubicek C.P., et al. Verification of TRI3 acetylation of trichodermol to trichodermin in the plant endophyte Trichoderma taxi // Frontiers in Microbiology. 2021. Vol. 12. P. 731425. DOI: 10.3389/fmicb.2021.731425.

9. Тарчевский И.А. Сигнальные системы клеток растений. М.: Наука, 2002. 293 с.

10. Guo J., Cheng Y. Advances in fungal elicitor-triggered plant immunity // International Journal of Molecular Sciences. 2022. Vol. 23, no. 19. P. 12003. DOI: 10.3390/ijms231912003.

11. Pršić J., Ongena M. Elicitors of plant immunity triggered by beneficial bacteria // Frontiers in Plant Science. 2020. Vol. 11. P. 594530. DOI: 10.3389/fpls.2020.594530.

12. Alcalde M.A., Perez-Matas E., Escrich A., Cusido R.M., Palazon J., Bonfill M. Biotic elicitors in adventitious and hairy root cultures: a review from 2010 to 2022 // Molecules. 2022. Vol. 27, no. 16. P. 5253. DOI: 10.3390/molecules27165253.

13. Goncharuk E.A., Saibel O.L., Zaitsev G.P., Zagoskina N.V. The elicitor effect of yeast extract on the accumulation of phenolic compounds in Linum grandiflorum cells cultured in vitro and their antiradical activity // Biology Bulletin. 2022. Vol. 49. P. 620–628. DOI: 10.1134/S1062359022060061.

14. Морозов А.И. Грибы: руководство по разведению. Донецк: Сталкер, 2000. 304 с.

15. Lowry O.N., Rosenbrough N.J., Farr A.L., Randall R.J. Protein measurement with the Folin phenol reagent // Journal of Biological Chemistry. 1951. Vol. 193, no. 1. P. 265–275. DOI: 10.1016/S0021-9258(19)52451-6.

16. Агрохимические методы исследования почв / отв. ред. А.В. Соколов. М.: Наука, 1975. 656 с.

17. Методы биохимического исследования растений / под ред. А.И. Ермакова. Л.: Колос, 1972. 456 с.

18. Muzzarelli R.A.A. Colorimetric determination of chitosan // Analytical Biochemistry. 1998. Vol. 260, no. 2. P. 255–257. DOI: 10.1006/abio.1998.2705.

19. Zhang G.., Xu J, Wang Y., Sun X., Huang S., Huang L., et al. Combined transcriptome and metabolome analyses reveal the mechanisms of ultrasonication improvement of brown rice germination // Ultrasonics Sonochemistry. 2022. Vol. 91. Р. 106239. DOI: 10.1016/j.ultsonch.2022.106239.

20. Polesskaya O.G., Kashirina E.I., Alekhina N.D. Changes in the activity of antioxidant enzymes in wheat leaves and roots as a function of nitrogen source and supply // Russian Journal of Plant Physiology. 2004. Vol. 51. P. 615–620. DOI: 10.1023/B:RUPP.0000040746.66725.77.

21. Молекулярно-генетические и биохимические методы в современной биологии растений / под редакцией В.В. Кузнецова, В.В. Кузнецова, Г.А. Романова. М.: БИНОМ. Лаборатория знаний, 2011. 487 с. EDN: QKUIDH.

22. Гланц С. Медико-биологическая статистика / пер. с англ. М.: Практика, 1999. 462 с.

23. Бажина Н.Л., Ондар Е.Э., Дерябина Ю.М. Специфика поглощения света в видимой и ультрафиолетовой области спектра гуминовыми кислотами почв западной части территории Тувы // Вестник Оренбургского государственного университета. 2014. N 6. С. 189–194. EDN: SNRJJN.

24. Lopez-Moya F., Suarez-Fernandez M., Lopez-Llorca L.V. Molecular mechanisms of chitosan interactions with fungi and plants // International Journal of Molecular Sciences. 2019. Vol. 20, no. 2. P. 332. DOI: 10.3390/ijms20020332.

25. Rouached H., Tran L.-S.P. Regulation of plant mineral nutrition: transport, sensing and signaling // International Journal of Molecular Sciences. 2015. Vol. 16, no. 12. P. 29717–29719. DOI: 10.3390/ijms161226198.

26. Чистяков И.В., Трофимов Г.Я., Лысак Л.В., Степанов А.А. Изменение состава и свойств гуминовых кислот под влиянием микроорганизмов // Вестник Московского университета. Серия 17: Почвоведение. 2013. N 1. С. 54–59. EDN: PYWIBJ.

27. Li R., He J., Xie H., Wang W., Bose S.K., Sun Y., Hu J., et al. Effects of chitosan nanoparticles on seed germination and seedling growth of wheat (Triticum aestivum L.) // International Journal of Biological Macromolecules. 2019. Vol. 126. P. 91–100. DOI: 10.1016/j.ijbiomac.2018.12.118.

28. Lopez-Moya F., Escudero N., Zavala-Gonzalez E.A., Esteve-Bruna D., Blázquez M.A., Alabadí D., et al. Induction of auxin biosynthesis and WOX5 repression mediate changes in root development in Arabidopsis exposed to chitosan // Scientific Reports. 2017. Vol. 7. P. 16813. DOI: 10.1038/s41598-017-16874-5.

29. Mishra B.S., Sharma M., Laxmi A. Role of sugar and auxin crosstalk in plant growth and development // Physiologia Plantarum. 2022. Vol. 174, no. 1. P. e13546. DOI: 10.1111/ppl.13546.

30. Zhao Y., Yang K., Li Z., Zhao C., Xu J., Hu X., et al. Alleviation of salt stress during maize seed germination by presoaking with exogenous sugar // Ying Yong Sheng Tai Xue Bao. 2015. Vol. 26, no. 9. P. 2735–2742.

31. To J.P., Reiter W.-D., Gibson S.I. Mobilization of seed storage lipid by Arabidopsis seedlings is retarded in the presence of exogenous sugars // BMC Plant Biology. 2002. Vol. 2. P. 4. DOI: 10.1186/1471-2229-2-4.

32. Pereira C., Dias M.I., Petropoulos S.A., Plexida S., Chrysargyris A., Tzortzakis N., et al. The effects of biostimulants, biofertilizers and water-stress on nutritional value and chemical composition of two spinach genotypes (Spinacia oleracea L.) // Molecules. 2019. Vol. 24, no. 24. P. 4494. DOI: 10.3390/molecules24244494.

33. Guo J., Cheng Y. Advances in fungal elicitor-triggered plant immunity // International Journal of Molecular Sciences. 2022. Vol. 23, no. 19. P. 12003. DOI: 10.3390/ijms231912003.

34. Abdul Malik N.A., Kumar I.S., Nadarajah K. Elicitor and receptor molecules: orchestrators of plant defense and immunity // International Journal of Molecular Sciences. 2020. Vol. 21, no. 3. P. 963. DOI: 10.3390/ijms21030963.

35. Hasanuzzaman M., Bhuyan M.H.M.B., Zulfiqar F., Raza A., Mohsin S.M., Mahmud J.A., et al. Reactive oxygen species and antioxidant defense in plants under abiotic stress: revisiting the crucial role of a universal defense regulator // Antioxidants. 2020. Vol. 9, no. 8. P. 681. DOI: 10.3390/antiox9080681.

36. Marti L., Savatin D.-V., Gigli-Bisceglia N., de Turris V., Cervone F., De Lorenzo G. The intracellular ROS accumulation in elicitor-induced immunity requires the multiple organelletargeted Arabidopsis NPK1-related protein kinases // Plant, Cell & Environment. 2021. Vol. 44, no. 3. P. 931–947. DOI: 10.1111/pce.13978.

37. Fang Y., Gu Y. Regulation of plant immunity by nuclear membrane-associated mechanisms // Frontiers in Immunology. 2021. Vol. 12. P. 771065. DOI: 10.3389/fimmu.2021.771065.

38. Li Z., Zhang Y., Peng D., Wang X., Peng Y., He X., et al. Corrigendum: polyamine regulates tolerance to water stress in leaves of white clover associated with antioxidant defense and dehydrin genes via involvement in calcium messenger system and hydrogen peroxide signaling // Frontiers in Physiology. 2016. Vol. 7. P. 52. DOI: 10.3389/fphys.2016.00052.

39. Sakr M.T., El-Sarkassy N.M., Fuller M.P. Exogenously applied antioxidants and biostimulants counteract the adverse effect of biotic stress in wheat plant // Agricultural Research & Technology: Open Access Journal. 2017. Vol. 12, no. 4. P. 555853. DOI: 10.19080/ARTOAJ.2017.12.555853.

40. Ali A.Y.A., Zhou G., Elsiddig A.M., Zhu G., Meng T., et al. Effects of jasmonic acid in foliar spray and an humic acid amendment to saline soils on forage sorghum plants’ growth and antioxidant defense system // PeerJ. 2022. Vol. 10. P. e13793. DOI: 10.7717/peerj.13793.

41. Karamchandani B.M., Maurya P.A., Dalvi S.G., Waghmode S., Sharma D., Rahman P.K.S.M., et al. Synergistic activity of rhamnolipid biosurfactant and nanoparticles synthesized using fungal origin chitosan against phytopathogens // Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 2022. Vol. 10. P. 917105. DOI: 10.3389/fbioe.2022.917105.

42. Saberi Riseh R., Vatankhah M., Hassanisaadi M., Kennedy J.F. Chitosan/silica: a hybrid formulation to mitigate phytopathogens // International Journal of Biological Macromolecules. 2023. Vol. 239. P. 124192. DOI: 10.1016/j.ijbiomac.2023.124192.

43. Loffredo E., Berloco M., Senesi N. The role of humic fractions from soil and compost in controlling the growth in vitro of phytopathogenic and antagonistic soil-borne fungi // Ecotoxicology and Environmental Safety. 2008. Vol. 69, no. 3. P. 350–357. DOI: 10.1016/j.ecoenv.2007.11.005.

44. Fedoseeva E.V., Tereshina V.M., Danilova O.A., Ianutsevich E.A., Yakimenko O.S., Terekhova V.A. Effect of humic acid on the composition of osmolytes and lipids in a melanin-containing phytopathogenic fungus Alternaria alternata // Environmental Research. 2021. Vol. 193. P. 110395. DOI: 10.1016/j.envres.2020.110395.

45. Zhang B., Li X., Zhang L., Gu L., Feng F., Li M., et al. Alleviatory effect of spent Pleurotus eryngii Quel substrate on replant problem of Rehmannia glutinosa Libosch // International Journal of Phytoremediation. 2018. Vol. 20, no. 1. P. 61–67. DOI: 10.1080/15226514.2017.1337064.