Биотехнологический потенциал холодоактивных ферментов в промышленности: обзор последних достижений

Психрофильные/психротрофные микроорганизмы широко распространены по всему миру и встречаются в глубинах морей, озер и океанов, ледниках, полярных регионах, льдах Арктики, вершинах горных массивов, пещерах. Они способны выживать в холодном климате и экспрессируют адаптированные к холоду ферменты, наделенные уникальными каталитическими свойствами по сравнению с их мезофильными и термофильными аналогами. Холодоактивные ферменты обладают более высокой каталитической активностью при низких температурах, термолабильностью и структурной гибкостью активных центров. Благодаря данным характеристикам эти ферменты становятся все более привлекательными для промышленного применения, поскольку они могут снизить энергетические затраты на проведение реакции, сократить количество побочных реакций и достаточно просто инактивируются. Кроме того, повышенная структурная гибкость может привести к широкой субстратной специфичности, что расширяет сферу их применения. Из-за относительной простоты крупномасштабного производства по сравнению с ферментами растительного и животного происхождения коммерческое использование микробных ферментов становится все более привлекательным. Рынок ферментов стремительно развивается. Холодоактивные ферменты могут использоваться в различных биотехнологических и промышленных процессах, включая молекулярную биологию, биотрансформацию, производство моющих средств, продуктов питания и напитков, текстильную промышленность, очистку сточных вод, производство биоцеллюлозы, биоремедиацию окружающей среды в холодном климате и др. Генетически модифицированные штаммы, продуцирующие определенные виды холодоактивных ферментов, представляют особый интерес для различных биотехнологических процессов. В данной статье представлен обзор нескольких последних работ в области получения холодоактивных ферментов микробного происхождения и их применения.

1. Mangiagalli M., Lotti M. Cold-active β-galactosidases: insight into cold adaptation mechanisms and biotechnological exploitation // Marine Drugs. 2021. Vol. 19, no. 1. P. 43. DOI: 10.3390/md19010043.

2. Margesin R., Collins T. Microbial ecology of the cryosphere (glacial and permafrost habitats): current knowledge // Applied Microbiology and Biotechnology. 2019. Vol. 103. P. 2537–2549. DOI: 10.1007/s00253-019-09631-3.

3. Troncoso E., Barahona S., Carrasco M., Villarreal P., Alcaíno J., Cifuentes V., et al. Identification and characterization of yeasts isolated from the South Shetland Islands and the Antarctic Peninsula // Polar Biology. 2017. Vol. 40. P. 649–658. DOI: 10.1007/s00300-016-1988-9.

4. Hamid B., Bashir Z., Yatoo A.M., Mohiddin F., Majeed N., Bansal M., et al. Cold-active enzymes and their potential industrial applications – a review // Molecules. 2022. Vol. 27, no. 18. P. 5885. DOI: 10.3390/molecules27185885.

5. Zhang J., Liu R., Xi S., Cai R., Zhang X., Sun C. A novel bacterial thiosulfate oxidation pathway provides a new clue about the formation of zero-valent sulfur in deep sea // The ISME Journal. 2020. Vol. 14. P. 2261–2274. DOI: 10.1038/s41396-020-0684-5.

6. Furhan J., Salaria N., Jabeen M., Qadri J. Partial purification and characterisation of cold-active metalloprotease by Bacillus sp. Ap1 from Apharwat peak, Kashmir // Pakistan Journal of Biotechnology. 2019. Vol. 16, no. 1. P. 47–54. DOI: 10.34016/pjbt.2019.16.1.8.

7. Mangiagalli M., Brocca S., Orlando M., Lotti M. The “cold revolution”. Present and future applications of cold-active enzymes and ice-binding proteins // New Biotechnology. 2020. Vol. 55. P. 5–11. DOI: 10.1016/j.nbt.2019.09.003.

8. Guo C., Zheng R., Cai R., Sun C., Wu S. Characterization of two unique cold-active lipases derived from a novel deep-sea cold seep bacterium // Microorganisms. 2021. Vol. 9, no. 4. P. 802. DOI: 10.3390/microorganisms9040802.

9. Stark C., Bautista-Leung T., Siegfried J., Herschlag D. System investigation of the link between enzyme catalysis and cold adaptation // eLife. 2022. Vol. 11. P. e72884. DOI: 10.7554/eLife.72884.

10. Santiago M., Ramírez-Sarmiento C.A., Zamora R.A., Parra L.P. Discovery, molecular mechanisms, and industrial applications of cold-active enzymes // Frontiers in Microbiology. 2016. Vol. 7. P. 1408. DOI: 10.3389/fmicb.2016.01408.

11. Parvizpour S., Hussin N., Shamsir M.S., Razmara J. Psychrophilic enzymes: structural adaptation, pharmaceutical and industrial applications // Applied Microbiology and Biotechnology. 2021. Vol. 105, no. 3. P. 899–907. DOI: 10.1007/s00253-020-11074-0.

12. Collins T., Margesin R. Psychrophilic lifestyles: mechanisms of adaptation and biotechnological tools // Applied Microbiology and Biotechnology. 2019. Vol. 103. P. 2857–2871. DOI: 10.1007/s00253-019-09659-5.

13. Pucci F., Rooman M. Physical and molecular bases of protein thermal stability and cold adaptation // Current Opinion in Structural Biology. 2017. Vol. 42. P. 117–128. DOI: 10.1016/j.sbi.2016.12.007.

14. Brocca S., Ferrari C., Barbiroli A., Pesce A., Lotti M., Nardini M. A bacterial acyl aminoacyl peptidase couples flexibility and stability as a result of cold adaptation // The FEBS Journal. 2016. Vol. 283, no. 23. P. 4310–4324. DOI: 10.1111/febs.13925.

15. Mangiagalli M., Lapi M., Maione S., Orlando M., Brocca S., Pesce A., et al. The co-existence of cold activity and thermal stability in an Antarctic GH42 β-galactosidase relies on its hexameric quaternary arrangement // The FEBS Journal. 2021. Vol. 288, no. 2. P. 546–565. DOI: 10.1111/febs.15354.

16. Zanphorlin L.M., de Giuseppe P.O., Honorato R.V., Tonoli C.C.C., Fattori J., Crespim E., et al. Oligomerization as a strategy for cold adaptation: Structure and dynamics of the GH1 β-glucosidase from Exiguobacterium antarcticum B7 // Scientific Reports. 2016. Vol. 6. P. 23776. DOI: 10.1038/srep23776.

17. Bruno S., Coppola D., di Prisco G., Giordano D., Verde C. Enzymes from marine polar regions and their biotechnological applications // Marine Drugs. 2019. Vol. 17, no. 10. P. 544. DOI: 10.3390/md17100544.

18. Li Z., Wang L., Ren Y., Huang Y., Liu W., Lv Z., et al. Arginase: shedding light on the mechanisms and opportunities in cardiovascular diseases // Cell Death Discovery. 2022. Vol. 8. P. 413. DOI: 10.1038/s41420-022-01200-4.

19. Niu F., Yu Y., Li Z., Ren Y., Li Z., Ye Q., et al. Arginase: an emerging and promising therapeutic target for cancer treatment // Biomedicine and Pharmacotherapy. 2022. Vol. 149. P. 112840. DOI: 10.1016/j.biopha.2022.112840.

20. Caldwell R.W., Rodriguez P.C., Toque H.A., Narayanan S.P., Caldwell R.B. Arginase: a multifaceted enzyme important in health and disease // Physiological Reviews. 2018. Vol. 98, no. 2. P. 641–665. DOI: 10.1152/physrev.00037.2016.

21. Yusof N.Y., Quay D.H.X., Kamaruddin S., Jonet M.A., Md Illias R., Mahadi N.M., et al. Biochemical and in silico structural characterization of a cold-active arginase from the psychrophilic yeast, Glaciozyma antarctica PI12 // Extremophiles. 2024. Vol. 28. P. 15. DOI: 10.1007/s00792-024-01333-7.

22. Sun J., Yao C., Wang W., Zhuang Z., Liu J., Dai F., et al. Cloning, expression and characterization of a novel cold-adapted β-galactosidase from the deep-sea bacterium Alteromonas sp. ML52 // Marine Drugs. 2018. Vol. 16, no. 12. P. 469. DOI: 10.3390/md16120469.

23. Kuddus M., Roohi, Bano N., Sheik G.B., Joseph B., Hamid B., et al. Cold-active microbial enzymes and their biotechnological applications // Microbial Biotechnology. 2024. Vol. 17, no. 4. P. e14467. DOI: 10.1111/1751-7915.14467.

24. Lutz-Wahl S., Mozer H., Kussler A., Schulz A., Seitl I., Fischer L. A new β-galactosidase from Paenibacillus wynnii with potential for industrial applications // Journal of Dairy Science. 2024. Vol. 107, no. 6. P. 3429–3442. DOI: 10.3168/jds.2023-24122.

25. Núñez-Montero K., Salazar R., Santos A., Gómez-Espinoza O., Farah S., Troncoso C., et al. Antarctic Rahnella inusitata: a producer of cold-stable β-galactosidase enzymes // International Journal of Molecular Sciences. 2021. Vol. 22, no. 8. P. 4144. DOI: 10.3390/ijms22084144.

26. Liu Y., Wu Z., Zeng X., Weng P., Zhang X., Wang C. A novel cold-adapted phospho-beta-galactosidase from Bacillus velezensis and its potential application for lactose hydrolysis in milk // International Journal of Biological Macromolecules. 2021. Vol. 166. P. 760–770. DOI: 10.1016/j.ijbiomac.2020.10.233.

27. Kumar D., Kumar S.S., Kumar J., Kumar O., Mishra S.V., Kumar R., et al. Xylanases and their industrial applications: a review // Biochemical and Cellular Archives. 2017. Vol. 17, no. 1. P. 353–360.

28. Pandey L.K., Kumar A., Dutt D., Singh S.P. Influence of mechanical operation on the biodelignification of Leucaena leucocephala by xylanase treatment // 3 Biotech. 2022. Vol. 12. P. 20. DOI: 10.1007/s13205-021-03024-y.

29. Cai Z.-W., Ge H.-H., Yi Z.-W., Zeng R.-Y., Zhang G.-Y. Characterization of a novel psychrophilic and halophilic β-1, 3-xylanase from deep-sea bacterium, Flammeovirga pacifica strain WPAGA1 // International Journal of Biological Macromolecules. 2018. Vol. 118. P. 2176–2184. DOI: 10.1016/j.ijbiomac.2018.07.090.

30. Li X., Zhang L., Jiang Z., Liu L., Wang J., Zhong L., et al. A novel cold-active GH8 xylanase from cellulolytic myxobacterium and its application in food industry // Food Chemistry. 2022. Vol. 393. P. 133463. DOI: 10.1016/j.foodchem.2022.133463.

31. Malik S.M., Ayub M., Bhadra A., Manjula A.C., Modi R., Lavanya G., et al. Screening and production of cold-active xylanase from Truncatella Angustata (Bpf5) under submerged fermentation // European Chemical Bulletin. 2023. Vol. 12, no. 10. P. 422–430. DOI: 10.48047/ecb/2023.12.si10.0046.

32. Song P., Zhang X., Wang S., Xu W., Wang F., Fu R., et al. Microbial proteases and their applications // Frontiers in Microbiology. 2023. Vol. 14. P. 1236368. DOI: 10.3389/fmicb.2023.1236368.

33. Farooq S., Nazir R., Ganai S.A., Ganai B.A. Isolation and characterization of a new cold-active protease from psychrotrophic bacteria of Western Himalayan glacial soil // Scientific Reports. 2021. Vol. 11, no. 1. P. 12768. DOI: 10.1038/s41598-021-92197-w.

34. Furhan J., Awasthi P., Sharma S. Biochemical characterization and homology modelling of cold-active alkophilic protease from Northwestern Himalayas and its application in detergent industry // Biocatalysis and Agricultural Biotechnology. 2019. Vol. 17. P. 726–735. DOI: 10.1016/j.bcab.2019.01.028.

35. Chen K., Mo Q., Liu H., Yuan F., Chai H., Lu F., et al. Identification and characterization of a novel cold-tolerant extracellular protease from Planococcus sp. CGMCC 8088 // Extremophiles. 2018. Vol. 22. P. 473–484. DOI: 10.1007/s00792-018-1010-2.

36. Mukhia S., Kumar A., Kumar R. Generation of antioxidant peptides from soy protein isolate through psychrotrophic Chryseobacterium sp. derived alkaline broad temperature active protease // LWT. 2021. Vol. 143. P. 111152. DOI: 10.1016/j.lwt.2021.111152.

37. Park H.J., Lee C.W., Kim D., Do H., Han S.J., Kim J.E., et al. Crystal structure of a cold-active protease (Pro21717) from the psychrophilic bacterium, Pseudoalteromonas arctica PAMC 21717, at 1.4 Å resolution: structural adaptations to cold and functional analysis of a laundry detergent enzyme // PLoS One. 2018. Vol. 13, no. 2. P. e0191740. DOI: 10.1371/journal.pone.0191740.

38. Perfumo A., Freiherr von Sass G.J., Nordmann E.-L., Budisa N., Wagner D. Discovery and characterization of a new cold-active protease from an extremophilic bacterium via comparative genome analysis and in vitro expression // Frontiers in Microbiology. 2020. Vol. 11. P. 881. DOI: 10.3389/fmicb.2020.00881.

39. Adetunji A.I., Olaniran A.O. Production strategies and biotechnological relevance of microbial lipases: a review // Brazilian Journal of Microbiology. 2021. Vol. 52. P. 1257–1269. DOI: 10.1007/s42770-021-00503-5.

40. Ali S., Khan S.A., Hamayun M., Lee I.-J. The recent advances in the utility of microbial lipases: a review // Microorganisms. 2023. Vol. 11, no. 2. P. 510. DOI: 10.3390/microorganisms11020510.

41. Chandra P., Enespa, Singh R., Arora P.K. Microbial lipases and their industrial applications: a comprehensive review // Microbial Cell Factories. 2020. Vol. 19. P. 169. DOI: 10.1186/s12934-020-01428-8.

42. Sahay S., Chouhan D. Study on the potential of cold-active lipases from psychrotrophic fungi for detergent formulation // Journal of Genetic Engineering and Biotechnology. 2018. Vol. 16, no. 2. P. 319–325. DOI: 10.1016/j.jgeb.2018.04.006.

43. Gupta K.K., Jagtap S., Priya R., Ramadas K. Purification, characterization of alkaline cold active lipase from Acinetobacter radioresistens PR8 and development of a new zymography method for lipase detection // Protein and Peptide Letters. 2018. Vol. 25, no. 10. P. 897–907. DOI: 10.2174/0929866525666180905113206.

44. Abdella B., Youssif A.M., Sabry S.A., Ghozlan H.A. Production, purification, and characterization of coldactive lipase from the psychrotroph Pseudomonas sp. A6 // Brazilian Journal of Microbiology. 2023. Vol. 54. P. 1623–1633. DOI: 10.1007/s42770-023-01079-y.

45. Новотоцкая-Власова К.А., Петровская Л.Е., Ривкина Е.М., Долгих Д.А., Кирпичников М.П. Характеристика холодоактивной липазы Psychrobacter cryohalolentis K5T и ее делеционных мутантов // Биохимия. 2013. Т. 78. N 4. С. 501–512. EDN: QBLFAB.

46. Русакова Д.А., Сидоренко М.Л., Ким А.В. Характеристика бактерий рода Pseudomonas, выделенных из глинистых органогенных отложений пещеры мраморная (Приморский край) // Микробиология. 2024. Т. 93. N 1. С. 79–90. DOI: 10.31857/S0026365624010086. EDN: EOPWGG.

47. Nwagu T.N., Aoyagi H., Okolo B., Moneke A., Yoshida S. Citraconylation and maleylation on the catalytic and thermodynamic properties of raw starch saccharifying amylase from Aspergillus carbonarius // Heliyon. 2020. Vol. 6, no. 7. P. e04351. DOI: 10.1016/j.heliyon.2020.e04351.

48. Kizhakedathil M.P.J., Devi C S. Acid stable α-amylase from Pseudomonas balearica VITPS19 – production, purification and characterization // Biotechnology Reports. 2021. Vol. 30. P. e00603. DOI: 10.1016/j.btre.2021.e00603.

49. Frantz S.C., Paludo L.C., Stutz H., Spier M.R. Production of amylases from Coprinus comatus under submerged culture using wheat-milling by-products: optimization, kinetic parameters, partial purification and characterization // Biocatalysis and Agricultural Biotechnology. 2019. Vol. 17. P. 82–92. DOI: 10.1016/j.bcab.2018.11.004.

50. Cakmak U., Tuncay F.O., Kolcuoğlu Y. Cold active α-amylase obtained from Cladophora hutchinsiae – purification, biochemical characterization and some potential applications // Food Bioscience. 2022. Vol. 50. P. 102078. DOI: 10.1016/j.fbio.2022.102078.

51. Samanta A., Pradhan S., Jana S.C. Cold active amylase production from Bacillus cereus RGUJS2023 // Tropical Journal of Natural Product Research. 2023. Vol. 7, no. 11. P. 5172–5177. DOI: 10.26538/tjnpr/v7i11.20.

52. Arabaci N., Arikan B. Isolation and characterization of a cold-active, alkaline, detergent stable α-amylase from a novel bacterium Bacillus subtilis N8 // Preparative Biochemistry & Biotechnology. 2018. Vol. 48, no. 5. P. 419–426. DOI: 10.1080/10826068.2018.1452256.