Использование бактериальной целлюлозы в процессе получения энзиматически активной биомассы дрожжей Debaryomyces hansenii – биокатализатора энантиоселективного восстановления ацетофенона в S-1-фенилэтанол

Работа посвящена исследованию возможности применения биокомпозита на основе бактериальной целлюлозы и дрожжей Debaryomyces hansenii в энантиоселективном биокатализе для получения энантиомерно чистых вторичных спиртов. В результате тестирования трех штаммов дрожжей Debaryomyces hansenii выявлен штамм Д-43-1, биомасса которого в присутствии экзогенного восстановителя (изопропанола) энантиоселективно восстанавливает ацетофенон в S-1-фенилэтанол высокой энантиомерной чистоты (не менее 99%). Иммобилизацией клеток Debaryomyces hansenii Д-43-1 на гель-пленке бактериальной целлюлозы получен биокомпозит для исследования эффективности его использования в качестве биокатализатора для восстановления ацетофенона или иммобилизованного инокулята для получения биомассы дрожжей с карбонилредуктазной активностью. Установлено, что использование биокомпозита как биокатализатора невозможно: продукт восстановления ацетофенона не обнаруживается в реакционной смеси. В то же время применение биокомпозита в качестве иммобилизованного инокулята позволяет интенсифицировать процесс получения энзиматически активной биомассы дрожжей, пригодной для энантиоселективного восстановления ацетофенона в энантиомерно чистый S-1-фенилэтанол. Выход биомассы, достигнутый с использованием иммобилизованного инокулята в первом цикле ферментации, был в 3 раза больше по сравнению с планктонным инокулятом. В четырех повторных ферментациях в течение 15-часового культивирования стабильно достигается выход биомассы около 13 г/л, который почти в 2 раза превышает уровень, достигнутый за тот же промежуток времени при использовании планктонного посевного материала. Показано, что биомасса, полученная с использованием биокомпозита, может быть использована многократно. При концентрации биомассы 40 г/л (по сухому весу) выход продукта стабильно достигает 86–88% в течение четырех циклов трансформации и только в пятом цикле снижается до 65%.

1. Choi S.M., Rao K.M., Zo S.M., Shin E.J., Han S.S. Bacterial cellulose and its applications // Polymers. 2022. Vol. 14, no. 6. Р. 1080. DOI: 10.3390/polym14061080.

2. Navya P.V., Gayathri V., Samanta D., Sampath S. Bacterial cellulose: a promising biopolymer with interesting properties and applications // International Journal of Biological Macromolecules. 2022. Vol. 220. Р. 435–461. DOI: 10.1016/j.ijbiomac.2022.08.056.

3. Revin V.V., Liyaskina E.V., Parchaykina M.V., Kuzmenko T.P., Kurgaeva I.V., Revin V.D., et al. Bacterial cellulose-based polymer nanocomposites: a review // Polymers. 2022. Vol. 14, no. 21. P. 4670. DOI: 10.3390/polym14214670.

4. Рогова Е.А., Алашкевич Ю.Д., Кожухов В.А., Лапин И.Р., Киселев Е.Г. Состояние и перспективы совершенствования способов получения и использования бактериальной целлюлозы (обзор) // Химия растительного сырья. 2022. N 4. С. 27–46. DOI: 10.14258/jcprm.20220411373. EDN: ABGQJV.

5. Lu Y., Mehling M., Huan S., Bai L., Rojas O.J. Biofabrication with microbial cellulose: from bioadaptive designs to living materials // Chemical Society Reviews. 2024. Vol. 53, no. 14. Р. 7363–7391. DOI: 10.1039/d3cs00641g.

6. Hornung M., Ludwig M., Gerrard A.M., Schmauder H.-P. Optimizing the production of bacterial cellulose in surface culture: evaluation of substrate mass transfer influences on the bioreaction (part 1) // Engineering in Life Sciences. 2006. Vol. 6, no. 6. Р. 537–545. DOI: 10.1002/elsc.200620162.

7. Zywicka A., Banach A., Junka A.F., Drozd R., Fijałkowski K. Bacterial cellulose as a support for yeast immobilization – correlation between carrier properties and process efficiency // Journal of Biotechnology. 2019. Vol. 291. P. 1–6. DOI: 10.1016/j.jbiotec.2018.12.010.

8. Gilbert C., Tang T.-C., Ott W., Dorr B.A., Shaw W.M, Sun G.L., et al. Living materials with programmable functionalities grown from engineered microbial co-cultures // Nature Materials. 2021. Vol. 20. Р. 691–700. DOI: 10.1038/s41563-020-00857-5.

9. Savitskaya I.S., Shokatayeva D.H., Kistaubayeva A.S., Ignatova L.V., Digel I.E. Antimicrobial and wound healing properties of a bacterial cellulose based material containing B. subtilis cells // Heliyon. 2019. Vol. 5, no. 10. Р. e02592. DOI: 10.1016/j.heliyon.2019.e02592.

10. Atta O.M., Manan S., Ahmed A.A.Q., Awa M.F., Ul-Islam M., Subhan F., et al. Development and characterization of yeast-incorporated antimicrobial cellulose biofilms for edible food packaging application // Polymers. 2021. Vol. 13, no. 14. P. 2310. DOI: 10.3390/polym13142310.

11. Fijałkowski K., Peitler D., Rakoczy R., Żywicka A. Survival of probiotic lactic acid bacteria immobilized in different forms of bacterial cellulose in simulated gastric juices and bile salt solution // LWT – Food Science and Technology. 2016. Vol. 68. P. 322–328. DOI: 10.1016/j.lwt.2015.12.038.

12. Zhao C., Wang G., Sun M., Cai Z., Yin Z., Cai Y. Bacterial cellulose immobilized S. cerevisiae as microbial sensor for rapid BOD detection // Fibers and Polymers. 2021. Vol. 22. Р. 1208–1217. DOI: 10.1007/s12221-021-0650-5.

13. Тарасов С.Е., Плеханова Ю.В., Китова А.Е., Быков А.Г., Мачулин А.В., Колесов В.В. [и др.]. Бактериальная целлюлоза как матрица для микроорганизмов в биоэлектрокаталитических системах // Прикладная биохимия и микробиология. 2022. Т. 58. N 4. С. 388–399. DOI: 10.31857/S0555109922040158. EDN: GQREUZ.

14. Xiao J., Chen Y., Xue M., Ding R., Kang Y., Tremblay P-L., et al. Fast-growing cyanobacteria bio-embedded into bacterial cellulose for toxic metal bioremediation // Carbohydrate Polymers. 2022. Vol. 295. P. 119881. DOI: 10.1016/j.carbpol.2022.119881.

15. Колобова С.А., Скорняков А.Н., Петухова Н.И., Алексеева В.Э., Халимова Л.Х., Зорин В.В. Окисление пирокатехина с помощью биокомпозита на основе спорообразующих бактерий и бактериальной целлюлозы // Башкирский химический журнал. 2023. Т. 30. N 4. С. 48–55. DOI: 10.17122/bcj-2023-4-48-55. EDN: CZIHIA.

16. Lee S.H., Ahn G., Shin W.-R., Choi J.-W., Kim Y.-H., Ahn J.-Y. Synergistic outcomes of Chlorella-bacterial cellulose based hydrogel as an ethylene scavenger // Carbohydrate Polymers. 2023. Vol. 321. P. 121256. DOI: 10.1016/j.carbpol.2023.121256.

17. Колобова С.А., Назмутдинов Д.З., Петухова Н.И., Халимова Л.Х. Бактериальная целлюлоза – перспективный носитель для иммобилизации микроорганизмов – деструкторов фенола // Башкирский химический журнал. 2019. Т. 26. N 1. C. 105–111. DOI: 10.17122/bcj-2019-1-105-111. EDN: ZIDSVI.

18. Żur J., Piński A., Michalska J., Hupert-Kocurek K., Nowak A., Wojcieszyńska D., et al. A whole-cell immobilization system on bacterial cellulose for the paracetamol-degrading Pseudomonas moorei KB4 strain // International Biodeterioration & Biodegradation. 2020. Vol. 149. P. 104919. DOI: 10.1016/j.ibiod.2020.104919.

19. Yao W., Wu X., Zhu J., Sun B., Zhang Y.Y., Miller C. Bacterial cellulose membrane – a new support carrier for yeast immobilization for ethanol fermentation // Process Biochemistry. 2011. Vol. 46, no 10. P. 2054–2058. DOI: 10.1016/j.procbio.2011.07.006.

20. Zywicka A., Junka A., Ciecholewska-Juśko D., Migdał P., Czajkowska J., Fijałkowski K. Significant enhancement of citric acid production by Yarrowia lipolytica immobilized in bacterial cellulose-based carrier // Journal of Biotechnology. 2020. Vol. 321. P. 13–22. DOI: 10.1016/j.jbiotec.2020.06.014.

21. Wei J., Zhang X., Ai S., Huang Y., Yang X., Mei Y., et al. The effective astaxanthin productivities of immobilized Haematococcus pluvialis with bacterial cellulose // Bioresource Technology. 2022. Vol. 344. P. 126317. DOI: 10.1016/j.biortech.2021.126317.

22. Назмутдинов Д.З., Порошина Н.Н., Петухова Н.И. Debaryomyces hansenii Д-43-1 – новый галотолерантный деструктор фенола // Башкирский химический журнал. 2018. Т. 25. N 2. C. 57–63. DOI: 10.17122/bcj-2018-2-57-63. EDN: LYBVTN.

23. Prista C., Michán C., Miranda I.M., Ramos J. The halotolerant Debaryomyces hansenii, the Cinderella of non-conventional yeasts // Yeast. 2016. Vol. 33, no. 10. P. 523–533. DOI: 10.1002/yea.3177.

24. Yaguchi A., Rives D., Blenner M. New kids on the block: emerging oleaginous yeast of biotechnological importance // AIMS Microbiology. 2017. Vol. 3, no 2. P. 227–247. DOI: 10.3934/microbiol.2017.2.227.

25. Понаморева О.Н., Афонина Е.Л., Каманина О.А., Лаврова Д.Г., Арляпов В.А., Алферов В.А. [и др.]. Дрожжи Debaryomyces hansenii в органосиликатной оболочке как основа гетерогенного биокатализатора // Биотехнология. 2017. Т. 33. N 4. С. 44–53. DOI: 10.21519/0234-2758-2017-33-4-44-53. EDN: ZEULVX.

26. Donzella S., Capusoni C., Pellegrino L., Compagno C. Bioprocesses with reduced ecological footprint by marine Debaryomyces hansenii strain for potential applications in circular economy // Journal of Fungi. 2021. Vol. 7, no 12. Р. 1028. DOI: 10.3390/jof7121028.

27. Estrada M., Navarrete C., Moller S., Procentese A., Martínez J.L. Utilization of salt-rich byproducts from the dairy industry as feedstock for recombinant protein production by Debaryomyces hansenii // Microbial Biotechnology. 2023. Vol. 16, no 2. Р. 404–417. DOI: 10.1111/1751-7915.14179.

28. Borowiecki P., Włoczewska M., Ochal Z. Asymmetric reduction of 1-(benzoazol-2-ylsulfanyl)propan-2-onesusing whole cells of Mortierella isabellina, Debaryomyces hansenii, Geotrichum candidum and Zygosaccharomyces rouxii // Journal of Molecular Catalysis B: Enzymatic. 2014. Vol. 109. Р. 9–16. DOI: 10.1016/j.molcatb.2014.07.015.

29. Şahin E. Debaryomyces hansenii as a new biocatalyst in the asymmetric reduction of substituted acetophenones // Biocatalysis and Biotransformation. 2017. Vol. 35, no. 5. P. 363–371. DOI: 10.1080/10242422.2017.1348500.

30. Chlipała P., Janeczko T., Mazur M. Bioreduction of 4′-hydroxychalcone in deep eutectic solvents: optimization and efficacy with various yeast strains // International Journal of Molecular Sciences. 2024. Vol. 25, no. 13. P. 7152. DOI: 10.3390/ijms25137152.

31. Petukhova N.I., Zorin V.V., Sakaeva A.R., Mytyagina A.V., Nurieva E.R., Vydrina V.A., et al. Enantioselective bioreduction of 5-hexen-2-one in directional synthesis of insect pheromones // Russian Journal of Applied Chemistry. 2022. Vol. 95. P. 442–450. DOI: https://doi.org/10.1134/s1070427222030156.

32. Simić S., Zukić E., Schmermund L., Faber K., Winkler C.K., Kroutil W. Shortening synthetic routes to small molecule active pharmaceutical ingredients employing biocatalytic methods // Chemical Reviews. 2022. Vol. 122, no. 1. Р. 1052−1126. DOI: 10.1021/acs.chemrev.1c00574.

33. Vieira G., de Freitas Araujo D., Lemos T., de Mattos M., de Oliveira M., Melo V., et al. Candida tropicalis CE017: a new Brazilian enzymatic source for the bioreduction of aromatic prochiral ketones // Journal of the Brazilian Chemical Society. 2010. Vol. 21, no. 8. Р. 1509–1516. DOI: 10.1590/S0103-50532010000800015.

34. Шейко Е.А., Медникова Е.Э., Воробьева Т.Е., Чанышева А.Р. Исследование условий энантиоселективного биовосстановления ацетофенона в (S)-(–)-1-фенилэтанол // Башкирский химический журнал. 2018. Т. 25. N 1. С. 55–58. DOI: 10.17122/bcj-2018-1-55-58. EDN: QOIUPB.

35. The yeasts: a taxonomic study / eds C.P. Kurtzman, J.W. Fell, T. Boekhout. Amsterdam: Elsevier, 2011. 2354 p.

36. Шакиров А.Н., Петухова Н.И., Зорин В.В. Энантиоселективное восстановление карбонилсодержащих соединений с помощью дрожжей Pichia fermentans 87-9 // Башкирский химический журнал. 2013. Т. 20. N 4. С. 59–63. EDN: RVLKIH.

37. Петухова Н.И., Колобова С.А., Назмутдинова Р.Р., Зорин В.В. Синтез целлюлозы изолятами уксуснокислых бактерий из «чайного гриба» // Башкирский химический журнал. 2016. Т. 23. N 1. С. 7–13. EDN: VSPLVX.

38. Hestrin S., Schramm M. Synthesis of cellulose by Acetobacter xylinum. II. Preparation of freeze-dried cells capable of polymerizing glucose to cellulose // Biochemical Journal. 1954. Vol. 58, no. 2. P. 345–352. DOI: 10.1042/bj0580345.

39. Patel R.N. Synthesis of chiral pharmaceutical intermediates by biocatalysis // Coordination Chemistry Reviews. 2008. Vol. 252, no. 5−7. P. 659−701. DOI: 10.1016/j.ccr.2007.10.031.

40. Goldberg K., Schroer K., Lütz S., Liese A. Biocatalytic ketone reduction – a powerful tool for the production of chiral alcohols – Part II: Whole-cell reductions // Applied Microbiology and Biotechnology. 2007. Vol. 76. P. 249–255. DOI: 10.1007/s00253-007-1005-x.

41. Kratzer R., Woodley J.M., Nidetzky B. Rules for biocatalyst and reaction engineering to implement effective, NAD(P)H-dependent, whole cell bioreductions // Biotechnology Advances. 2015. Vol. 33, no. 8. Р. 1641–1652. DOI: 10.1016/j.biotechadv.2015.08.006.

42. Митягина А.В., Рахманов Т.Р., Петухова Н.И., Зорин В.В. Энантиоселективное восстановление карбонилсодержащих соединений с помощью клеток Rhodococcus erythropolis ВКМ Ас-1161 // Башкирский химический журнал. 2022. Т. 29. N 1. С. 29–36. DOI: 10.17122/bcj202212936. EDN: JIQGSM.

43. Erdélyi B., Szabó A., Seres G., Birincsik L., Ivanics J., Szatzker G., et al. Stereoselective production of (S)-1-aralkyl- and 1-arylethanols by freshly harvested and lyophilized yeast cells // Tetrahedron: Asymmetry. 2006. Vol. 17, no 2. P. 268–274. DOI: 10.1016/j.tetasy.2005.12.025.

44. Андрюшина В.А., Балабанова Т.В., Беклемишев А.Б. Варфоломеев С.Д., Водякова М.А., Демаков В.А. [и др.]. Иммобилизованные клетки: биокатализаторы и процессы. М.: Издательский центр РИОР, 2018. 500 с. EDN: YOSKMP.

45. Никольская А.Б., Холстов А.В., Лягин И.В., Мамедова Ф., Ефременко Е.Н., Варфоломеев С.Д. Иммобилизованные клетки Chlorella vulgaris для решения задач альтернативной энергетики и экологии // Альтернативная энергетика и экология. 2012. N 4. С. 95–100. EDN: PAVVTN.