Экспресс-метод контроля содержания фотосинтетических пигментов в культуре низших фототрофов

Целью работы являлась установка количественных закономерностей между сухим веществом, концентрацией фотосинтетических пигментов и оптической плотностью культур низших фототрофов. Объектами исследования стали красная морская микроводоросль Porphyridium purpureum (Bory) Drew et Ross и цианопрокариота Arthrospira (Spirulina) platensis North, которые выращивались в открытых бассейнах при естественном освещении. В экспериментах определялись сухое вещество, оптические плотности на длинах волн 545, 620, 680, 750 нм, а также концентрации пигментов (хлорофилл а, В-фикоэритрин и С-фикоцианин) по стандартным биохимическим методикам и по разделению истинных спектров поглощения методом кривых Гаусса. Определены коэффициенты линейной корреляции сухого вещества и оптической плотности D₇₅₀, которые оказались близки для обоих объектов. Показано, что концентрации пигментов, рассчитанные биохимическими и математическими методами, линейно коррелируют при использовании стандартных коэффициентов экстинкции. Тангенсы углов наклона линейных корреляций для культуры Porphyridium purpureum составили 0,96 для хлорофилла а и 0,99 для В-фикоэритрина, для Arthrospira platensis – 1,46 и 1,3 для хлорофилла а и С-фикоцианина соответственно. Предложен альтернативный подход на основе оптической плотности культур ΔD_λ и эмпирически определенного коэффициента. При увеличении длины оптического пути в 2 раза соотношение концентрации пигментов и ΔD_λ для Porphyridium purpureum уменьшилось в 2 раза, а для Arthrospira platensis коэффициенты отличаются в 1,8–1,9 раза. Полученные формулы для расчета показателей культур Porphyridium purpureum и Arthrospira platensis позволят производить экспресс-оценку содержания хлорофилла и фикобилипротеинов в биомассе микроводорослей.

1. Каленик Т.К., Добрынина Е.В., Остапенко В.М., Тори Я., Хироми Ю. Исследование пигментов сине-зеленой водоросли спирулины платенсис для практического использования в технологиях кондитерских изделий // Вестник Воронежского государственного университета инженерных технологий. 2019. Т. 81. N 2. С. 170–176. DOI: 10.20914/2310-1202-2019-2-170-176. EDN: MIJHST.

2. Marzorati S., Schievano A. Idà A., Verotta L. Carotenoids, chlorophylls and phycocyanin from Spirulina: supercritical CO2 and water extraction methods for added value products cascade // Green Chemistry. 2020. Vol. 22, no. 1. P. 187–196. DOI: 10.1039/c9gc03292d.

3. Cunningham F.X., Dennenberg R.J., Mustardy L., Jursinic P.A., Gantt E. Stoichiometry of photosystem I, photosystem II, and phycobilisomes in the red alga Porphyridium cruentum as a function of growth irradiance // Plant Physiology. 1989. Vol. 91, no. 3. P. 1179–1187. DOI: 10.1104/pp.91.3.1179.

4. Шкреблик У.Д, Дмитрович Н.П. Накопление основных пигментов в клетках водоросли Porphyridium purpureum в зависимости от условий культивирования // Инновационные технологии в промышленности и образовании: материалы I Междунар. науч. конф. (г. Пинск, 14 декабря 2023 г.). Пинск: Изд-во ПолесГУ, 2023. С. 390–392. EDN: VFELCR.

5. Markina Z.V. Flow cytometry as a method to study marine unicellular algae: development, problems, and prospects // Russian Journal of Marine Biology. 2019. Vol. 45, no. 5. P. 333–340. DOI: 10.1134/S1063074019050079. EDN: ADMOJP.

6. Рылькова О.А., Харчук И.А., Лелеков А.С., Лишаев В.Н., Жондарева Я.Д. Особенности предварительной пробоподготовки культуры Arthrospira (Spirulina) platensis при исследовании ассоциированной с ней микрофлоры методами проточной цитометрии и сканирующей электронной микроскопии // Морской биологический журнал. 2024. Т. 9. N 4. С. 81–95. DOI: 10.21072/mbj.2024.09.4.06. EDN: USFZQH.

7. Воронова О.К. Методика определения сухой биомассы микроводорослей в условиях интенсивного культивирования // Альгология. 1994. Т. 4. N 4. С. 59–62.

8. Нагорнов С.А., Мещерякова Ю.В. Исследование условий культивирования микроводоросли хлорелла в трубчатом фотобиореакторе // Вестник Тамбовского государственного технического университета. 2015. Т. 21. N 4. C. 653–659. DOI: 10.17277/vestnik.2015.04.pp.653-659. EDN: VAVKBL.

9. Phytoplankton pigments in oceanography: guidelines to modern methods / eds S.W. Jeffrey, R.F.C. Mantoura, S.W. Wright. Paris: UNESCO Publ., 1997. 671 p.

10. Kusumaningtyas P., Gultom S.D., Usman. Production of photosynthetic pigments from Spirulina platensis under different light intensities // Berkala Sainstek. 2023. Vol. 11, no. 3. P. 161–165. DOI: 10.19184/bst.v11i3.38474.

11. Железнова С.Н., Клочкова В.С., Геворгиз Р.Г. Оценка плотности культуры Porphyridium purpureum (Bory) Drew et Ross по рассеянию света суспензией клеток // Актуальные вопросы биологической физики и химии. 2021. Т. 6. N 4. С. 548–553. EDN: ARVTPH.

12. Lu L., Yang G., Zhu B., Pan K. A comparative study on three quantitating methods of microalgal biomass // Indian Journal of Geo Marine Sciences. 2017. Vol. 46, no. 11. P. 2265–2272.

13. Hoepffner N., Sathyendranath S. Effect of pigment composition on absorption properties of phytoplankton // Marine Ecology Progress Series. 1991. Vol. 73, no. 1. P. 11–23. DOI: 10.3354/MEPS073011.

14. Küpper H., Seibert S., Parameswaran A. Fast, sensitive, and inexpensive alternative to analytical pigment HPLC: quantification of chlorophylls and carotenoids in crude extracts by fitting with Gauss peak spectra // Analytical Chemistry. 2007. Vol. 79, no. 20. P. 7611–7627. DOI: 10.1021/ac070236m.

15. Merzlyak M.N., Naqvi K.R. On recording the true absorption and scattering spectrum of a turbid sample: application to cell suspensions of the cyanobacterium Anabaena variabilis // Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology. 2000. Vol. 58, no. 2-3. P. 123–129. DOI: 10.1016/s1011-1344(00)00114-7.

16. Тренкеншу Р.П., Терсков И.А., Сидько Ф.Я. Плотные культуры морских микроводорослей // Известия Сибирского отделения Академии наук СССР. Серия биологических наук. 1981. N 5-1. С. 75–82. EDN: YPOVDM.

17. Хлебович В.В. Критическая соленость биологических процессов. Л.: Наука, 1974. 235 с.

18. Лелеков А.С., Чернышев Д.Н., Клочкова В.С. Количественные закономерности роста накопительной культуры Arthrospira platensis // Математическая биология и биоинформатика. 2022. Т. 17. N 1. С. 156–170. DOI: 10.17537/2022.17.156. EDN: XTTLPU.

19. Чернышёв Д.Н., Клочкова В.С., Лелеков А.С. Модель декомпозиции нативного спектра поглощения культуры Porphyridium purpureum // Вестник Самарского университета. Естественнонаучная серия. 2024. Т. 30. N 1. С. 122–131. DOI: 10.18287/2541-7525-2024-30-1-122-131. EDN: GWCZBG.

20. Стадничук И.Н. Фикобилипротеины. М.: Изд-во ВИНИТИ, 1990. 196 c.

21. Duyens L.N.M. The flattering of the absorption spectrum of suspensions, as compared to that of solutions // Biochimica et Biophysica Acta. 1956. Vol. 19. P. 1–12. DOI: 10.1016/0006-3002(56)90380-8.

22. Wu H., Li T., Lv J., Chen Z., Wu J., Wang N., et al. Growth and biochemical composition characteristics of Arthrospira platensis induced by simultaneous nitrogen deficiency and seawater-supplemented medium in an outdoor raceway pond in winter // Foods. 2021. Vol. 10, no. 12. P. 2974. DOI: 10.3390/foods10122974.

23. Borovkov A.B., Gudvilovich I.N., Lelekov A.S., Avsiyan A.L. Effect of specific irradiance on productivity and pigment and protein production of Porphyridium purpureum (Rhodophyta) semi-continuous culture // Bioresource Technology. 2023. Vol. 374. P. 128771. DOI: 10.1016/j.biortech.2023.128771.