Биологическая активность экстракта из клеток галофильной бактерии Salinicola socius в отношении рапса озимого при действии низкой положительной температуры

Brassica napus L. является перспективной и высокорентабельной сельскохозяйственной культурой многоцелевого применения. Одним из факторов, ограничивающих ее возделывание, является холод. В настоящее время применение биологически активных веществ природного происхождения, проявляющих осмопротекторные свойства, рассматривается в качестве перспективного подхода для повышения устойчивости сельхозкультур к разнообразным стрессовым факторам, включая низкотемпературный стресс. В этом аспекте представляет интерес низкомолекулярное азотсодержащее вещество – эктоин, эффективно защищающее клетки прокариот от гибели в условиях холода. Цель настоящей работы – в исследовании биологической активности экстракта из клеток умеренногалофильной бактерии Salinicola socius SMB35^Т в отношении озимого рапса при низкотемпературном стрессе. Методом спектроскопии протонного магнитного резонанса установлено, что спектр экстракта полностью воспроизводит спектр коммерческого препарата – эктоина. Исследовано действие экстрактов, содержащих 0,1; 0,2; 0,5 и 1,0 мкмоль эктоина. Обработка семян рапса озимого экстрактами с 0,5 и 1,0 мкмоль эктоина приводила к увеличению сырой биомассы растений в условиях холода. При этом в спектрах протонного магнитного резонанса экстрактов из проростков рапса присутствовали сигналы эктоина, что свидетельствует о способности растений поглощать это соединение из среды. При накоплении эктоина в клетках рапса озимого отмечена тенденция к возрастанию содержания пролина и снижению количества сахарозы. В настоящей работе впервые продемонстрирована перспективность применения эктоина в качестве криопротектора растений, однако механизм его действия не ясен и требует дополнительного изучения.

1. Касаткина Н.И., Нелюбина Ж.С. Продуктивность сортов рапса ярового в условиях среднего Предуралья // Вестник Марийского государственного университета. Серия: «Сельскохозяйственные науки. Экономические науки». 2016. Т. 2. N 2. С. 20–23. EDN: WLYBHJ.

2. Satyakam, Zinta G., Singh R.K., Kumar R. Cold adaptation strategies in plants – An emerging role of epigenetics and antifreeze proteins to engineer cold resilient plants // Frontiers in Genetics. 2022. Vol. 13. P. 909007. DOI: 10.3389/fgene.2022.909007.

3. Yan L., Shah T., Cheng Y., Lü Y., Zhang X.-K., Zou X.-L. Physiological and molecular responses to cold stress in rapeseed (Brassica napus L.) // Journal of Integrative Agriculture. 2019. Vol. 18. no. 12. P. 2742–2752. DOI: 10.1016/S2095-3119(18)62147-1.

4. Moieni-Korbekandi Z., Karimzadeh G., Sharifi M. Cold-induced Changes of Proline, Malondialdehyde and Chlorophyll in Spring Canola Cultivars // Journal of Plant Physiology and Breeding. 2014. Vol. 4. no. 1. P. 1–11.

5. Jankovska-Bortkevič E., Gavelienė V., Koryznienė D., Jankauskienė J., Mockevičiūtė R., Jurkonienė S. Response of winter oilseed rape to imitated temperature fluctuations in autumn-winter period // Environmental and Experimental Botany. 2019. Vol. 166. P. 103801. DOI: 10.1016/j.envexpbot.2019.103801.

6. Jonytienė V., Burbulis N., Kuprienė R., Blinstrubienė A. Effect of exogenous proline and de-acclimation treatment on cold tolerance in Brassica napus shoots cultured in vitro // Journal of Food, Agriculture and Environment. 2012. Vol. 10. no. 1. P. 327–330.

7. Raza A., Su W., Jia Z., Luo D., Zhang Y., Gao A., Hussain M.A., Mehmood S.S., Cheng Y., Lv Y., Zou X. Mechanistic insights into trehalose-mediated cold stress tolerance in rapeseed (Brassica napus L.) seedlings // Frontiers in Plant Science. 2022. Vol. 13. P. 35360297. EDN: TIJPTH. DOI: 10.3389/fpls.2022.857980.

8. Harishchandra R.K., Wulff S., Lentzen G., Neuhaus T., Galla H.-J. The effect of compatible solute ectoines on the structural organization of lipid monolayer and bilayer membranes // Biophysical Chemistry. 2010. Vol. 150. no. 1–3. P. 37–46. DOI: 10.1016/j.bpc.2010.02.007.

9. Anan’ina L.N., Gorbunov A.A., Pyankova A.A. Physiological response of the moderately halophilic psychrotolerant strain Chromohalobacter sp. N1 to salinity change and low temperature // Canadian Journal of Microbiology. 2021. Vol. 67. no. 4. P. 342–348. EDN: MZZULG. DOI: 10.1139/cjm-2020-0299.

10. Ананьина Л.Н., Горбунов A.A., Алеев В.С., Ястребова О.В. Адаптация психротрофных бактерий, выделенных из почвы северного района Пермского края, к росту при низкой температуре // Микробиология. 2025. Т. 94. N 3. С. 275–284. EDN: JNAUZP. DOI: 10.7868/s3034546425030051.

11. Moghaieb R.E., Nakamura A., Saneoka H., Fujita K. Evaluation of salt tolerance in ectoine-transgenic tomato plants (Lycopersicon esculentum) in terms of photosynthesis, osmotic adjustment, and carbon partitioning // GM Crops. 2011. Vol. 2. P. 58–65. DOI: 10.4161/gmcr.2.1.15831.

12. Moghaieb R.E., Tanaka N., Saneoka H., Murooka Y., Ono H., Morikawa H., Nakamura A., Nguyen T.-N., Suwa R., Fujita K. Characterization of salt tolerance in ectoine-transformed tobacco plants (Nicotiana tabaccum): Photosynthesis, osmotic adjustment, and nitrogen partitioning // Plant, Cell & Environment. 2006. Vol. 29. no. 2. P. 173–182. DOI: 10.1111/j.1365-3040.2005.01410.x.

13. Назаров А.В., Ананьина Л.Н., Горбунов А.А., Пьянкова А.А. Бактерии-продуценты эктоина ризосферы растений, произрастающих на техногенной засоленной почве // Почвоведение. 2022. N 8. С. 1000–1008. EDN: FBPQXQ. DOI: 10.31857/S0032180X22080123.

14. Elsakhawy T.A., Fetyan N.A.H., Ghazi A.A. The potential use of ectoine produced by a moderately halophilic bacteria Chromohalobacter salexigens KT989776 for enhancing germination and primary seedling of flax «Linum usitatissimum L.» under salinity conditions // Biotechnology Journal International. 2019. Vol. 23. no. 3. P. 1–12. DOI: 10.9734/bji/2019/v23i330078.

15. Kuhlmann A.U., Bursy J., Gimpel S., Hoffmann T., Bremer E. Synthesis of the compatible solute ectoine in Virgibacillus pantothenticus is triggered by high salinity and low growth temperature // Applied and Environmental Microbiology. 2008. Vol. 74. no. 14. P. 4560–4563. EDN: NFYYRT. DOI: 10.1128/AEM.00492-08.

16. Kuhlmann A.U., Hoffmann T., Bursy J., Jebbar M., Bremer E. Ectoine and hydroxyectoine as protectants against osmotic and cold stress: Uptake through the SigB-controlled betaine-choline-carnitine transporter-type carrier EctT from Virgibacillus pantothenticus // Journal of Bacteriology. 2011. Vol. 193. no. 18. P. 4699–4708. EDN: PGPODV. DOI: 10.1128/JB.05270-11.

17. Plotnikova E.G., Anan’ina L.N., Krausova V.I., Ariskina E.V., Prisyazhnaya N.V., Lebedev A.T., Demakov V.A., Evtushenko L.I. Thalassospira permensis sp. nov., a new terrestrial halotolerant bacterium isolated from a naphthaleneutilizing microbial consortium // Microbiology. 2011. Vol. 80. no. 5. P. 703–712. EDN: PECESL. DOI: 10.1134/S0026261711050109.

18. Bernard T., Jebbar M., Rassouli Y., HimidiKabbab S., Hamelin J., Blanco C. Ectoine accumulation and osmotic regulation in Brevibacterium linens // Journal of General Microbiology. 1993. Vol.139. P. 129–136. DOI:10.1099/00221287-139-1-129.

19. Schubert T., Maskow T., Benndorf D., Harms H., Breuer U. Continuous synthesis and excretion of the compatible solute ectoine by a transgenic, nonhalophilic bacterium // Applied and Environmental Microbiology. 2007. Vol. 73. no. 10. P. 3343–3347. DOI: 10.1128/AEM.02482-06.

20. Nagata S., Adachi K., Sano H. NMR analyses of compatible solutes in a halotolerant Brevibacterium sp. // Microbiology. 1997. Vol. 143. no. 7. P. 3355–3362. DOI: 10.1099/00221287-143-7-2517.

21. Wohlfarth A., Severin J., Galinski E.A. The spectrum of compatible solutes in heterotrophic halophilic eubacteria of the family Halomonadaceae // Journal of General Microbiology. 1990. Vol. 136. no. 4. P. 705–712. DOI: 10.1099/00221287-136-4-705.

22. Rodriguez-Moya J., Argandoña M., Iglesias-Guerra F., Nieto J.J., Vargas C. Temperature- and salinity-decoupled overproduction of hydroxyectoine by Chromohalobacter salexigens // Applied and Environmental Microbiology. 2013. Vol. 79. no. 3. P. 1018–1023. DOI: 10.1128/AEM.02774-12.

23. Гомаа А.М., Ралдугина Г.Н., Бурмистрова Н.А., Радионов Н.В., Кузнецов В.В. Стрессорный ответ трансгенных растений рапса с геном Osmyb4 трансфакторного белка риса на действие низкой положительной температуры // Физиология растений. 2012. Т. 59. N 1. С. 118–128. EDN: OOWHXT.

24. Jankovska-Bortkevič E., Jurkonienė S., Gavelienė V., Šveikauskas V., Mockevičiūtė R., Vaseva I., Todorova D., Žižytė-Eidetienė M., Šneideris D., Prakas P. Dynamics of polyamines, proline, and ethylene metabolism under increasing cold in winter oilseed rape // International Journal of Molecular Sciences. 2023. Vol. 24. no. 14. P. 11402. EDN: YTTQMW. DOI: 10.3390/ijms241411402.

25. Janská A., Zelenková S., Klíma M., Vyvadilová M., Prášil I.T. Freezing tolerance and proline content of in vitro selected hydroxyproline resistant winter oilseed rape // Czech Journal of Genetics and Plant Breeding. 2010. Vol. 46. no. 1. P. 35–40. EDN: NZKJZR. DOI:10.17221/52/2009-CJGPB.

26. Rasmussen P.H., Jørgensen B.J., Nielsen J. Aqueous solutions of proline and NaCl studied by differential scanning calorimetry at subzero temperatures // Thermochimica Acta.1997. Vol. 303. no. 1. P. 23–30. DOI: 10.1016/S0040-6031(97)00241-4.

27. Liu W., Huang Z., He X., Jiang P., Huo X., Lu Z., Liu B. Impacts of trehalose and l-proline on the thermodynamic nonequilibrium phase change and thermal properties of normal saline // Cryobiology. 2020. Vol. 96. P. 92–98. EDN: OJCYOE. DOI: 10.1016/j.cryobiol.2020.07.011.

28. Samuel D., Kumar T.K., Ganesh G., Jayaraman G., Yang P.W., Chang M.M., Trivedi V.D., Wang S.L., Hwang K.C., Chang D.K., Yu C. Proline inhibits aggregation during protein refolding // Protein Science. 2000. Vol. 9. no. 2. P. 344–352. DOI: 10.1110/ps.9.2.344.