Влияние монофталатов на клеточный рост и биопленкообразование бактерий Serratiа proteamaculans

Целью исследования являлось определение биологической активности монофталатов на примере их влияния на рост и биопленкобразование бактерий Serratiа proteamaculans. Представители рода Serratiа являются удобным модельным объектом для изучения механизмов взаимодействий растений и животных с микроорганизмами. В данной работе впервые выявлена биологическая активность по отношению к бактериям низкомолекулярных (монометилфталат, монобутилфталат) и высокомолекулярных (моноэтилгексилфталат, монононилфталат) форм фталатов в концентрации 1 и 20 мкМ. Сравнивали прирост биомассы бактериальной суспензии, общую биомассу образовавшихся биопленок и особенности их архитектуры. Экспериментально установлено, что все представленные монофталаты в концентрации 1 мкМ умеренно подавляли рост бактериальной суспензии и биопленкообразование. Для процесса биопленкообразования наибольший эффект был зафиксирован в присутствии моноэтилгексилфталата, где наблюдалось существенное нарушение структуры экзополимерного матрикса биопленки. В концентрации 20 мкМ монофталаты стимулировали рост бактериальной суспензии. Представлены гипотетические механизмы действия фталатов через взаимопревращения моно- и диформ фталатов с изменением характера действия на живые организмы. Предполагается, что фталаты могут имитировать действие соединений чувства кворума бактерий через конформационное сходство углеводородных радикалов. Представленные результаты являются экспериментальным подтверждением перспективности идеи использовать фталаты для решения биотехнологической задачи подавления микроорганизмов путем нарушения формирования защитного экзополимерного матрикса биопленок и, как следствие, усиления эффективности действия антимикробных соединений.

1. Zhang H., Hua Y., Chen J., Wang H., Li X., Bai X. Organism-derived phthalate derivatives as bioactive natural products // Journal of Environmental Science and Health. Part C: Environmental Carcinogenesis and Ecotoxicology. 2018. Vol. 36. no. 3. Р. 125–144. DOI: 10.1080/10590501.2018.1490512. EDN: JLCZYF.

2. Roy R.N. Bioactive natural derivatives of phthalate ester // Critical Reviews in Biotechnology. 2020. Vol. 40. no. 7. Р. 913–929. DOI: 10.1080/07388551.2020.1789838. EDN: QWFSEC.

3. Huang L., Zhou S., Cheng Z., Shi K., Shao H., Zhu X., Zhang C. Phthalic acid esters: natural sources and biological activities // Toxins. 2021. Vol. 13. no. 7. Р. 495. DOI: 10.3390/toxins13070495. EDN: DEMWQM.

4. Semenov A.A., Enikeev A.G., Permyakov A.V., Sokolova N.A., Dudareva L.V., Snetkova L.V. Ortho-phthalic acid esters in lipophilic extract from the cell culture of Aconitum baicalense Turcz ex Rapaics 1907 // Doklady Biochemistry and Biophysics. 2016. Vol. 471, no. 1. Р. 421–422. DOI: 10.1134/S1607672916060120. EDN: YUXMJB.

5. Babu B., Wu J.-T. Production of phthalate esters by nuisance freshwater algae and cyanobacteria // Science of the Total Environment. 2010. Vol. 408. Р. 4969–4975. DOI: 10.1016/j.scitotenv.2010.07.032.

6. Максимова Л.А., Шафикова Т.Н. Эндогенные фталаты как вероятный регулятор межвидовых взаимоотношений в биоценозе // Известия вузов. Прикладная химия и биотехнология. 2022. Т. 12. N 3. С. 424–437. DOI: 10.21285/2227-2925-2022-12-3-424-437. EDN: LVPDHB.

7. Enikeev A.G. Ortho-phthalic acid esters: a new group of secondary plant metabolites // Russian Journal of Plant Physiology. 2025. Vol. 72. no. 1. Р. 17. DOI: 10.1134/S1021443724609479. EDN: ANHJEY.

8. Sargis R.M, Simmons R.A. Environment neglect endocrine disruptors as underappreciated but potentially modifiable diabetes risk factors // Diabetologia. 2019. Vol. 62. no. 10. Р. 1811–1822. DOI: 10.1007/s00125-019-4940-z. EDN: LHOTYY.

9. Jones A.C., Irvin M.R., Claas S.A., Arnett D.K. Lipid phenotypes and DNA methylation: a review of the literature // Current Atherosclerosis Reports. 2021. Vol. 23. no. 11. Р. 71. DOI: 10.1007/s11883-021-00965-w. EDN: QECBOY.

10. Louis M., Tahrioui A., Verdon J., David A., Rodrigues S., Barreau M., Manac’h M., Thiroux A., Luton B., Dupont CH., Calvé M.LE., Bazire A., Crépin A., Clabaut M., Portier E., Taupin L., Defontaine F., Clamens T., Bouffartigues E., Cornelis P., Feuilloley M., Caillon J., Dufour A., Berjeaud J.M., Lesouhaitier O., Chevalier S. Effect of phthalates and their substitutes on the physiology of Pseudomonas aeruginosa // Microorganisms. 2022. Vol. 10. no. 9. Р. 1788. DOI: 10.3390/microorganisms10091788. EDN: AKVGWI.

11. Kim M.G., Kim T.H., Shin B.S., Lee Y.B., Lee J.B., Choi H.G., Lee Y., Yoo S.D. Sensitive liquid chromatography-tandem mass spectrometry method for the simultaneous determination of benzyl butyl phthalate and its metabolites, monobenzyl phthalate and monobutyl phthalate, in rat plasma, urine, and various tissues collected from a toxicokinetic study // Analytical and Bioanalytical Chemistry. 2015. Vol. 407. no. 24. Р. 7391–7400. DOI: 10.1007/s00216-015-8901-1. EDN: UFNLWF.

12. Feng Y.L., Baesu A. Influence of data acquisition modes and data analysis approaches on non-targeted analysis of phthalate metabolites in human urine // Analytical and Bioanalytical Chemistry. 2023. Vol. 415, no. 2. Р. 303–316. DOI: 10.1007/s00216-022-04407-7. EDN: DCMJOP.

13. Kaur R., Kumari A., Rajput V.D., Minkina T., Kaur R. Biodegradation of phthalates and metabolic pathways: an overview // Environmental Sustainability. 2023. Vol. 6. no. 3. Р. 303–318. DOI: 10.1007/s42398-023-00268-7. EDN: QXETOH.

14. Cheng B.J., Xu P.R., Wei R., Li X.D., Sheng J., Wang S.F., Liu K.Y., Chen G.M., Tao F.B., Wang Q.N., Yang L.S. Levels and determinants of urinary phthalate metabolites in Chinese community dwelling older adults // Science of the Total Environment. 2021. Vol. 762. Р. 144173. DOI: 10.1016/j.scitotenv.2020.144173. EDN: LKCGWA.

15. Demidyuk I.V., Kalashnikov A.E., Gasanov E.V., Safina D.R., Zabolotskaya M.V., Kostrov S.V., Gromova T.Yu., Rudenskaya G.N. Cloning, sequencing, expression, and characterization of protealysin, a novel neutral proteinase from Serratia proteamaculans representing a new group of thermolysin-like proteases with short N-terminal region of precursor // Protein Expression and Purification. 2006. Vol. 47. no. 2. Р. 551–561. DOI: 10.1016/j.pep.2005.12.005. EDN: LJPLWB.

16. Silva U.C.M., da Silva D.R.C., Cuadros-Orellana S., Moreira L.M., Leite L.R., Medeiros Ju.D., Felestrino E.B., Caneschi W.L., Almeida N.F., Silva R.S., Oliveira-Paiva C.A., Dos Santos V.L. Genomic and phenotypic insights into Serratia interaction with plants from an ecological perspective // Brazilian Journal of Microbiology. 2025. Vol. 56. Р. 1219–1239. DOI: 10.1007/s42770-025-01652-7. EDN: OALDDU.

17. Капустина О.О., Колоколов Ф.А. Синтез и изотермы сжатия моногексадецилового эфира фталевой кислоты // Успехи в химии и химической технологии. 2020. Т. 34. N 7. С. 41–43. EDN: YCZDTJ.

18. Tsukatani T., Sakata F., Kuroda R. A rapid and simple measurement method for biofilm formation inhibitory activity using 96-pin microtiter plate lids // World Journal of Microbiology and Biotechnology. 2020. Vol. 36. no. 12. Р. 189. DOI: 10.1007/s11274-020-02964-6. EDN: CXHXGN.

19. Hammer Ø., Harper D.A.T., Ryan P.D. PAST: paleontological statistics software package for education and data analysis // Palaeontologia Electronica. 2001. Vol. 4. no. 1. Р. 1–9.

20. Shafikova T.N., Omelichkina Y.V., Enikeev A.G., Boyarkina S.V., Gvildis D.E., Semenov A.A. Ortho-phthalic acid esters suppress the phytopathogen capability for biofilm formation // Doklady Biological Sciences. 2018. Vol. 480. no. 1. Р. 107–109. DOI: 10.1134/S0012496618030092. EDN: YBZIOD.

21. Biswas S., Ahmed M., Das P., Niharika I.T., Das S.Ch., Shayla M.U., Mita M.A., Biswas Sh., Hasan Md.R., Zaman Sh., Saleh Md.A. Biofilms: mechanisms, quorum sensing, antibiotic resistance and implications in the food industry // Biologia. 2025. Vol. 80. no. 7. Р. 1803–1821. DOI: 10.1007/s11756-025-01953-0. EDN: BNYOIE.