Определение степени упорядоченности липидов микродоменов хлоропластов листьев пшеницы в условиях почвенной засухи

Целью исследования являлось определение степени упорядоченности липидного матрикса микродоменов хлоропластов листьев двух сортов (засухоустойчивый сорт – Бурятская остистая, чувствительный к влаге сорт – Диамант 2) пшеницы в контрольных условиях и условиях длительного дефицита воды (10 дней). Упорядоченность липидов оценивали по значениям генерализованной поляризации, которые получали при помощи липофильного зонда – лаурдана. Стресс оценивали по уровню активных форм кислорода. Отмечено, что у обоих сортов в контроле происходило увеличение значений генерализованной поляризации в рафтах первой зоны (Р1), тогда как в рафтах второй зоны (Р2) у устойчивого сорта эта величина не изменялась, а у неустойчивого к дефициту влаги сорта снижалась на 4-й и 10-й день по сравнению с 1-м днем. В условиях засухи значения генерализованной поляризации в Р1 у устойчивого сорта снижались на 4-й и 10-й день. Снижение генерализованной поляризации отмечено и в Р2 – особенно заметно оно также на 4-й день. Увеличение значений генерализованной поляризации происходило в микродоменах обеих зон сорта Диамант 2 за исключением 7-го дня, когда было отмечено снижение микровязкости. Таким образом, изменения микровязкости, выявленные в липидах исследуемых микродоменов как в контроле, так и в условиях стресса, позволяют предположить, что микродомены мембран хлоропластов листьев пшеницы могут не только быть задействованы в ответных реакциях клетки на стрессовое воздействие, но и, возможно, принимать участие в других физиолого-биохимических процессах.

1. Плотникова Л.Я., Глушаков Д.А, Юсов В.С. Результаты изучения засухоустойчивости твердой пшеницы и ее компонентов в Западной Сибири // Вестник Омского государственного аграрного университета. 2022. Т. 4. N 48. С. 56–70. DOI: 10.48136/2222-0364_2022_4_56. EDN: KRNNCU.

2. Huseynova I.M., Suleymanov S.Y., Rustamova S.M., Aliyev J.A. Drought-induced changes in photosynthetic membranes of two wheat (Triticum aestivum L.) cultivars // Biochemistry (Moscow). 2009. Vol. 74, no. 8. P. 903–909. DOI: 10.1134/S0006297909080124. EDN: XMCBUB.

3. Валитова Ю.Н., Хабибрахманова В.Р., Белкина А.В., Ренкова А.Г., Минибаева Ф.В. Липидный профиль корней пшеницы при действии мембранотропных агентов // Биологические мембраны. 2020. Т. 37. N 6. С. 466–476. DOI: 10.31857/S0233475520060080. EDN: EIFYJM.

4. Zhukov A., Popov V. Eukaryotic cell membranes: structure, composition, research methods and computational modelling // International Journal of Molecular Sciences. 2023. Vol. 24, no. 13. P. 11226. DOI: 10.3390/ijms241311226.

5. Нурминский В.Н., Нестеров В.Н., Розенцвет О.А., Ракевич А.Л., Букин Ю.С., Капустина И.С. [и др.]. Анализ упорядоченности липидов рафтовых структур в мембранах митохондрий галофитов с применением флуоресцентной микроскопии // Биологические мембраны. 2021. Т. 38. N 4. С. 306–314. DOI: 10.31857/S0233475521040083.

6. Regen S.L. The Origin of lipid rafts // Biochemistry. 2020. Vol. 59, no. 49. P. 4617–4621. DOI: 10.1021/acs.biochem.0c00851.

7. Radyukhin V.A., Baratova L.A. Molecular mechanisms of raft organization in biological membranes // Russian Journal of Bioorganic Chemistry. 2020. Vol. 46, no. 3. P. 269–279. DOI: 10.1134/S1068162020030164. EDN: ICMPEN.

8. Петров Н.Ю., Онищенко Н.С. Фотосинтетическая деятельность и продуктивность сортов озимой пшеницы в зависимости от применяемых биопрепаратов // Вестник Алтайского государственного аграрного университета. 2012. N 10. С. 23–25. EDN: PDFOST.

9. Gajate C., Mollinedo F. Lipid raft isolation by sucrose gradient centrifugation and visualization of raft-located proteins by fluorescence microscopy: the use of combined techniques to assess Fas/CD95 location in rafts during apoptosis triggering // Lipid Rafts. Methods in Molecular Biology / E. Bieberich. New York: Humana, 2021. Vol. 2187. P. 147–186. DOI: 10.1007/978-1-0716-0814-2_9.

10. Капустина И.С., Гурина В.В., Спиридонова Е.В., Озолина Н.В. Характеристика мембранных структур хлоропластов пшеницы // Биологические мембраны. 2023. Т. 40. N 6. С. 472–478. DOI: 10.31857/S0233475523060051. EDN: FMXCTT.

11. Rozentsvet O.A., Bogdanova E.S., Nesterov V.N., Kosobryukhov A.A. Daytime dynamics of the photosynthetic apparatus’ structural and functional parameters in wild halophytes // Russian Journal of Plant Physiology. 2019. Vol. 66, no. 6. P. 901–910. DOI: 10.1134/S1021443719060104. EDN: FNDLNG.

12. Korsukova A.V., Grabelnych O.I., Pobezhimova T.P., Koroleva N.A., Fedoseeva I.V., Pavlovskaya N.S., et al. Cold hardening prevents H₂O₂-induced programmed cell death in maize coleoptiles // Journal of Stress Physiology & Biochemistry. 2013. Vol. 9, no. 1. P. 246–257. EDN: PNGTDX.

13. Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding // Analytical Biochemistry. 1976. Vol. 72. P. 248–254. DOI: 10.1016/0003-2697(76)90527-3.

14. Белугин Б.В., Жесткова И.М., Трофимова М.С. Сродство PIP-аквапоринов к стерин-обогащенным доменам плазмалеммы клеток этиолированных проростков гороха // Биологические мембраны. 2010. Т. 27. N 5. С. 394–403. EDN: MVSKSF.

15. Гланц С. Медико-биологическая статистика / пер. с англ. М.: Практика, 1999. 462 с.

16. Yurina N.P., Odintsova M.S. Chloroplast retrograde signaling system // Russian Journal of Plant Physiology. 2019. Vol. 66, no. 4. P. 509–520. DOI: 10.1134/S1021443719040149. EDN: IATOLZ.

17. Osipova S.V., Ostrovskaya R.M., Tret’yakova A.V. Genetic aspects of drought resistance in polyploid plants by the example of wheat Triticum aestivum L. // Russian Journal of Plant Physiology. 2022. Vol. 69, no. 3. P. 44. DOI: 10.1134/S1021443722020145. EDN: QJKNKC.

18. Курьянчик Т.Г., Козел Н.В. Фотосентетический аппарат растений ячменя, обработанных 5-аминолевулиновой кислотой: механизмы адаптации к засухе // Экспериментальная биология и биотехнология. 2022. N 3. С. 26–38. DOI: 10.33581/2957-5060-2022-3-26-38. EDN: EKULWY.

19. Нестеренко Т.В., Тихомиров А.А., Шихов В.Н. Индукция флуоресценции хлорофилла и оценка устойчивости растений к неблагоприятным воздействиям // Журнал общей биологии. 2007. Т. 68. N 6. С. 444–458. EDN: IBGYDH.

20. Vershubskii A.V., Tikhonov A.N. Structural and functional aspects of electron transport thermoregulation and ATP synthesis in chloroplasts // Biochemistry (Moscow). 2021. Vol. 86, no. 1. P. 92–104. DOI: 10.1134/S0006297921010090. EDN: KFCDOC.

21. Кабашникова Л.Ф. Фотосинтетический аппарат и стресс у растений: монография. Минск: Белорусская наука, 2014. 272 с. EDN: UGOKDB.

22. Маслова Т.Г., Марковская Е.Ф., Слемнев Н.Н. Функции каротиноидов в листьях высших растений (обзор) // Журнал общей биологии. 2020. Т. 81. N 4. С. 297–310. DOI: 10.31857/S0044459620040065. EDN: XSLDGB.

23. Szilágyi А., Selstam E., Åkerlund H.-E. Laurdan fluorescence spectroscopy in the thylakoid bilayer: the effect of violaxanthin to zeaxanthin conversion on the galactolipid dominated lipid environment // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Biomembranes. 2008. Vol. 1778, no. 1. P. 348–355. DOI: 10.1016/j.bbamem.2007.10.006.

24. Zhukov A.V. On qualitative composition of membrane lipids in plant cells // Russian Journal of Plant Physiology. 2021. Vol. 68, no. 2. P. 367–383. DOI: 10.31857/S001533032101022X. EDN: UDXOWC.

25. Rozentsvet O.A., Bogdanova E.S., Nurminsky V.N., Nesterov V.N., Chernyshov M.Yu. Detergent-resistant membranes in chloroplasts and mitochondria of the halophyte salicornia perennans under salt stress // Plants. 2023. Vol. 12, no. 6. P. 1265. DOI: 10.3390/plants12061265.